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¿Había originalmente una forma no ribosómica de sintetizar proteínas?

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Las proteínas se sintetizan en los ribosomas a partir de copias de ARNm de regiones del ADN. Pero los propios ribosomas están formados por proteínas (y ARN). Entonces, ¿cómo pudieron surgir los primeros ribosomas? ¿Había anteriormente alguna otra forma de producir proteínas que no fueran los ribosomas y el ARNm?


Aunque tengo la misma opinión que fpdx y la mayoría de los científicos, que había un mundo de ARN en el que el material genético y las moléculas catalíticas eran ARN (en lugar de ADN y proteínas, respectivamente), hay algunos científicos bastante respetables que sostienen una vista diferente. Como no hay pruebas para ninguno de los dos puntos de vista (y, por tanto, no hay una respuesta correcta a la pregunta), es importante presentar esta alternativa.

En resumen, el punto de vista alternativo es el de un mundo en el que las "proteínas son primero": es decir, las primeras proteínas se fabricaron sin ribosomas a partir de reacciones químicas en la "sopa primitiva". Solo más tarde evolucionó la maquinaria de ribonucleoproteína contemporánea y dirigida por plantillas para hacer proteínas.

No conozco una fuente en línea de argumentos a favor del punto de vista de la proteína primero: un artículo de C. Kurland en Bioessays 32: 866-871, (2010) requiere acceso a la biblioteca o compra. Sin embargo, hay un artículo en línea que discute las objeciones al punto de vista del mundo ARN, que, aunque argumenta en contra de estas objeciones, da una idea de por qué la cuestión no puede considerarse resuelta. Está disponible en http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3495036/#B57.


(Una respuesta rápida a una pregunta que probablemente se cerrará al no estar bien enfocada en la física de todo esto)

Primero: el ribosoma traduce el ARNm en la cadena de aminoácidos que eventualmente se convertirá en una proteína. El ribosoma es un enorme complejo, compuesto tanto de proteínas como de ARN. El ARN puede tener actividad enzimática como una proteína: el ribosoma es una ribozima.

Este problema de la gallina o el huevo ha desconcertado a biólogos, químicos y biofísicos durante un tiempo. La estructura misma del ribosoma fue la "pistola de humo" para el modelo que tenemos hoy: el mundo del ARN. En pocas palabras: debido a que el ARN puede actuar como una proteína y es tan similar al ADN, probablemente nuestro mundo de ADN (es decir, información almacenada en el ADN, trabajo realizado por proteínas, ARN entre los dos) emergió de un mundo completamente de ARN, donde el ARN era responsable tanto de la actividad de las proteínas como del almacenamiento de información. Cómo en detalle todo esto sucedió por evolución, es probablemente el tema de varios premios nobel por venir.


Evolución temprana de la vida: el estudio de la evolución de los ribosomas desafía la hipótesis del 'mundo del ARN'

Al principio, del ribosoma, el banco de trabajo de construcción de proteínas de la célula, existían los ácidos ribonucleicos, las moléculas que llamamos ARN que hoy realizan una serie de funciones vitales en las células. Y de acuerdo con un nuevo análisis, incluso antes de que las muchas partes funcionales del ribosoma fueran reclutadas para la síntesis de proteínas, las proteínas también estaban en escena e interactuaban con el ARN. Este hallazgo desafía una hipótesis de larga data sobre la evolución temprana de la vida.

El estudio aparece en la revista Más uno.

La hipótesis del "mundo del ARN", promovida por primera vez en 1986 en un artículo de la revista Nature y defendida y desarrollada durante más de 25 años, postula que las primeras etapas de la evolución molecular involucran ARN y no proteínas, y que proteínas (y ADN) surgió más tarde, dijo Gustavo Caetano-Anoll & Eacutes, profesor de ciencias de cultivos de la Universidad de Illinois y del Instituto de Biología Genómica, quien dirigió el nuevo estudio. "Estoy convencido de que el mundo del ARN (hipótesis) no es correcto", dijo Caetano-Anoll & eacutes. "Ese mundo de ácidos nucleicos no podría haber existido si no estuviera unido a proteínas".

El ribosoma es una "máquina de ribonucleoproteínas", un complejo que puede tener hasta 80 proteínas que interactúan con múltiples moléculas de ARN, por lo que tiene sentido que este ensamblaje sea el resultado de un largo y complicado proceso de coevolución gradual, Caetano-Anoll & Eacutes. dijo. Además, "no se puede hacer que el ARN realice la función molecular de la síntesis de proteínas que es necesaria para la célula por sí misma".

Los defensores de la hipótesis del mundo del ARN hacen suposiciones básicas sobre los orígenes evolutivos del ribosoma sin el apoyo científico adecuado, dijeron Caetano-Anoll & eacutes. El más fundamental de estos supuestos es que la parte del ribosoma responsable de la síntesis de proteínas, el centro activo de la peptidil transferasa (PTC), es el más antiguo.

En el nuevo análisis, Caetano-Anoll & eacutes y el estudiante graduado Ajith Harish (ahora investigador postdoctoral en la Universidad de Lund en Suecia) sometieron los componentes universales de proteína y ARN del ribosoma a rigurosos análisis moleculares, extrayéndolos en busca de información evolutiva incrustada en sus estructuras. (También analizaron las propiedades termodinámicas de los ARN ribosomales). Utilizaron esta información para generar líneas de tiempo de la historia evolutiva de los ARN ribosomales y las proteínas.

Estos dos "árboles genealógicos" de proteínas ribosomales y ARN ribosomales generados independientemente mostraron una "gran congruencia" entre sí, dijeron Caetano-Anoll & eacutes. Las proteínas que rodean al PTC, por ejemplo, eran tan antiguas como los ARN ribosomales que forman ese sitio. De hecho, el PTC apareció en evolución justo después de que las dos subunidades primarias que componen el ribosoma se juntaran, formándose puentes de ARN entre ellas para estabilizar la asociación.

Las líneas de tiempo sugieren que el PTC apareció mucho después de otras regiones del complejo proteína-ARN, dijeron Caetano-Anoll & eacutes. Esto sugiere fuertemente, primero, que las proteínas existían antes de que se reclutaran los ARN ribosomales para ayudar a construirlos, y segundo, que los ARN ribosomales estaban involucrados en alguna otra tarea antes de que asumieran el papel de ayudar en la síntesis de proteínas, dijo.

"Esta es la pieza crucial del rompecabezas", dijo Caetano-Anoll & eacutes. "Si la acumulación evolutiva de proteínas ribosomales y ARN y las interacciones entre ellas ocurrieron gradualmente, paso a paso, el origen del ribosoma no puede ser el producto de un mundo de ARN. En cambio, debe ser el producto de una ribonucleoproteína mundo, un mundo antiguo que se parece al nuestro. Parece que los componentes básicos de la maquinaria de la célula siempre han sido los mismos desde el comienzo de la vida hasta el presente: proteínas y moléculas de ARN en evolución e interacción ".

"Este es un artículo muy atractivo y provocativo de uno de los investigadores más innovadores y productivos en el campo de la evolución de las proteínas", dijo Russell Doolittle, profesor de investigación de la Universidad de California en San Diego, que no participó en el estudio. Sin embargo, Doolittle sigue desconcertado por "la noción de que algunas proteínas tempranas se produjeron antes de la evolución del ribosoma como sistema de fabricación de proteínas". Se preguntó cómo, si las proteínas eran más antiguas que la maquinaria ribosómica que hoy produce la mayoría de ellas, "las secuencias de aminoácidos de esas primeras proteínas se 'recordaban' e incorporaban al nuevo sistema".

Caetano-Anoll & eacutes coincidieron en que se trata de "una cuestión central y fundamental" que debe ser respondida. "Requiere comprender los límites de las funciones biológicas emergentes durante las primeras etapas de la evolución de las proteínas", dijo. Sin embargo, dijo, "las proteínas que catalizan no ribosomal La síntesis de proteínas, un proceso de línea de ensamblaje complejo y aparentemente universal de la célula que no involucra moléculas de ARN y que aún puede retener altos niveles de especificidad, es más antiguo que las proteínas ribosómicas. Por tanto, es probable que los ribosomas no fueran las primeras máquinas biológicas en sintetizar proteínas ".

Caetano-Anoll & eacutes también señalaron que la especificidad del sistema ribosómico "depende del suministro de aminoácidos debidamente etiquetados con ARN para una traducción fiel del código genético. Este etiquetado se basa únicamente en proteínas, no en ARN", dijo. Esto sugiere, dijo, que las moléculas de ARN comenzaron como cofactores que ayudaron en la síntesis de proteínas y la afinaron, dando como resultado la elaborada maquinaria del ribosoma que existe hoy.

La National Science Foundation y la United Soybean Board apoyaron esta investigación.


Síntesis de proteínas de sistemas procariotas y eucariotas

Los siguientes puntos destacan las seis etapas principales involucradas en la síntesis de proteínas de los sistemas procariótico y eucariótico. Las etapas son: 1. Activación de aminoácidos y formación de aminoacil-t-ARN 2. Unión de m-ARN al ribosoma 3. Formación del complejo de iniciación 4. Alargamiento de la cadena de polipéptidos 5. Polisomas 6. Traducción cotranscripcional.

Etapa # 1. Activación de aminoácidos y formación de Amino Acyl-t-RNA:

Los aminoácidos deben elevarse a un nivel de energía más alto para que sean competentes para ser transferidos a los t-RNA. La activación de los aminoácidos se produce mediante la adición de AMP a partir de ATP catalizada por la enzima amino acyI sintetasa. El grupo pirofosfato de ATP se libera en el proceso. La misma enzima también cataliza la transferencia de amino-acyI-AMP a su t-RNA específico. Todos los aminoácidos proteicos son aminoácidos que tienen la estructura general.

La reacción de dos pasos catalizada por la amino-acyI sintetasa es:

A continuación, el amino acil-AMP unido a la sintetasa reacciona con su t-RNA apropiado produciendo amino acil-t-RNA y el AMP queda libre. Todas las moléculas de t-ARN poseen una secuencia CCA en el extremo 3 & # 8242- (OH). El grupo amino acilo del amino acil-AMP se transfiere al ácido adenílico terminal de la secuencia CCA con la formación de un enlace covalente con el grupo 2 & # 8242 o 3 & # 8242 (OH) de la ribosa del ácido adenílico como se muestra a continuación. (Figura 9.41).

Cabe mencionar especialmente que así como cada aminoácido es seleccionado por su t-RNA específico, también la formación de un amino acil-t-RNA es catalizada por una amino acil sintetasa específica. Una molécula de sintetasa puede reconocer su t-RNA específico con la ayuda de la conformación tridimensional de la molécula de proteína y la del t-RNA.

También debe reconocer el aminoácido específico. Por lo tanto, en el conjunto intracelular, hay muchas moléculas de sintetasa diferentes, cada una de las cuales es específica tanto para un aminoácido como para su t-ARN afín. Esta relación uno a uno se complica por la presencia de más de un t-RNA para la mayoría de los aminoácidos. Para hacer coincidir los diferentes codones del mismo aminoácido, existen diferentes t-RNA que llevan anticodones complementarios.

Una vez que se ha formado el aminoacil-t-ARN, el aminoácido no juega un papel activo en la selección del sitio donde se insertará en la cadena polipeptídica, porque no tiene medios para reconocer el codón. Es transportado pasivamente por el t-RNA a su sitio apropiado. El t-RNA reconoce el codón de m-RNA con su anticodón y lleva el aminoácido a su sitio adecuado.

Etapa # 2. Unión del m-ARN al ribosoma:

La síntesis de proteínas no tiene lugar en el m-RNA libre, sino solo en el m-RNA unido a los ribosomas. Es por eso que los ribosomas a veces se denominan & # 8216-bancos de trabajo & # 8217 de síntesis de proteínas. Tanto en procariotas como en eucariotas, el m-ARN se une primero a la subunidad pequeña del ribosoma, es decir, la subunidad 30S en procariotas y la subunidad 40S en eucariotas. La gran subunidad de los ribosomas se une más tarde para formar el complejo de iniciación.

En los procariotas, el m-ARN se une a la subunidad ribosómica 30S antes de que el primer aminoácido sea transportado por el t-ARN. El primer codón que inicia la síntesis de proteínas es AUG, pero este codón iniciador está precedido por una secuencia de 20-30 nucleótidos de longitud en el extremo 5 & # 8242 del m-RNA. Esto significa que el codón iniciador (AUG) está situado a 20-30 nucleótidos cadena abajo del extremo 5 & # 8242. Dentro de esta secuencia anterior, hay una secuencia de consenso corta que consta de 5 & # 8242 & # 8211AGGAGGU-3 & # 8242 situados de 4 a 7 nucleótidos por delante del codón iniciador AUG.

Esta secuencia de consenso se conoce como secuencia de Shine-Dalgarno. Esta secuencia ayuda a la unión del m-RNA a la subunidad 30S formando pares de bases con su r-RNA 16S. Al mismo tiempo, esta secuencia también actúa como una señal para iniciar la síntesis de proteínas en la siguiente secuencia de AUG.

Esto se muestra esquemáticamente en la Fig. 9.42:

El codón iniciador codifica la metionina, pero todas las proteínas procarióticas tienen formil-metionina (fmet) como primer aminoácido en el extremo amino. En los procariotas, el t-RNA met recoge metionina con la ayuda de metionil t-RNA sintetasa y luego la metionina es formilada por otra enzima, transformilasa, siendo el donante del grupo formilo N 10 -formil-tetrahidrofolato (formil-THF). El grupo formilo está unido al grupo amino de la metionina.

La reacción de transferencia es:

La formilación de metionina solo puede ocurrir cuando la metionina es transportada por t-RNA fmel y no cuando la metionina está cargada en t-RNA met. . Este último, es decir, t-RNA ™ & # 8217, transporta metionina al codón AUG situado dentro del m-ARN pero no al codón iniciador AUG.

En las proteínas eucariotas, el primer aminoácido en el extremo amino es metionina y no formilmetionina como en los procariotas y el codón iniciador es el mismo, es decir, AUG. Sin embargo, también en eucariotas, el iniciador t-RNA met y t-RNA met para la metionina interna son dos especies distintas. El primero reconoce sólo el codón AUG iniciador y ningún otro codón AUG.

El codón iniciador en el m-RNA eucariota está situado de 50 a 100 nucleótidos corriente abajo del extremo 5 & # 8242. El extremo 5 & # 8242 de los m-RNA & # 8217s eucariotas siempre está cubierto por metil guanosina. Este extremo cubierto se une a la subunidad 40S del ribosoma y la subunidad ribosómica luego se mueve a lo largo del m-RNA en la dirección 5 & # 8242 - & gt 3 & # 8242 y explora los tripletes de m-RNA hasta que alcanza una secuencia AUG. En este punto se forma el complejo de iniciación, fijando así también el marco de lectura.

Escenario # 3. Formación del complejo de iniciación:

Un complejo de iniciación es un ribosoma completo unido al m-ARN en el que el t-ARN iniciador que lleva el primer aminoácido está unido y listo para recibir el siguiente t-ARN cargado con el aminoácido entrante. En los procariotas, la formación de un complejo de iniciación está precedida por la formación de un complejo de preiniciación que está compuesto por la subunidad 30S del ribosoma, la molécula de m-RNA, un t-RNA fmet cargado, tres proteínas no ribosómicas (iniciación factores, IF) IF1, IF2 e IF3 y una molécula de GTP. Los factores de iniciación, IF1 e IF3, ayudan a disociar los ribosomas 70S en subunidades 30S y 50S, de modo que el m-ARN puede unirse a la subunidad 30S para formar un complejo de preiniciación.

El factor de iniciación IF2 media la unión de GTP y el t-RNA cargado fmet al complejo de preiniciación. Otras dos proteínas ribosómicas, SI y S12, son necesarias para unir el m-RNA al r-RNA 16S de la subunidad 30S (secuencia de Shine-Dalgarno).

Una vez que se ha completado la formación del complejo de preiniciación, la subunidad 50S del ribosoma se une a él dando como resultado la liberación de IF1. A continuación, IF2 se libera por hidrólisis de GTP a GDP + Pi. Con la unión de la subunidad 50S, se completa la formación del complejo de iniciación.

La formación escalonada se muestra en la figura 9.43.:

La unión de las subunidades 30S y 50S crea dos sitios para la unión de dos moléculas de t-RNA. Estos se denominan sitio aminoacilo (sitio A) y sitio peptidilo (sitio P). Estos sitios se superponen a ambas subunidades del ribosoma. El iniciador, t-RNA fmet que lleva formil-metionina que estaba unida al complejo de preiniciación, se transfiere al sitio P del complejo de iniciación donde su anticodón se empareja con el codón iniciador AUG del m-RNA. El complejo de iniciación ahora está listo para el alargamiento de la cadena.

Hasta donde se sabe, la secuencia de eventos en la formación del complejo de iniciación en eucariotas no difiere esencialmente de la de los procariotas, excepto que el número de factores de iniciación es mayor (al menos nueve) y la unión del m- El ARN requiere hidrólisis de ATP, una característica que no se sabe que ocurra en procariotas. En eucariotas, el iniciador t-RNA transporta metionina y no formil-metionina como en procariotas. El codón iniciador es el mismo, es decir, AUG tanto en procariotas como en eucariotas.

Escenario # 4. Alargamiento de la cadena de polipéptidos:

En el complejo de iniciación, el sitio P está ocupado por el t-RNA fmet y el sitio A está vacío. Ahora está listo para ser ocupado por el t-ARN entrante que lleva un aminoácido apropiado. El anticodón de este t-RNA debe coincidir con el triplete de m-RNA colocado en el sitio A. La unión del t-RNA al sitio A requiere un factor proteico citoplásmico no ribosómico, llamado factor de elongación Tu (EF-Tu) que es activado por GTP.

Los tres componentes, a saber. t-RNA, EF-Tu y GTP, forman un complejo ternario que se une al sitio A del ribosoma. En este proceso de unión, se cree que el brazo TᴪC del t-RNA (ver estructura del t-RNA) interactúa con el r-RNA 5S de la subunidad 50S del ribosoma. Una vez que el t-RNA cargado (entrante) se une firmemente a un sitio del ribosoma, el GTP es hidrolizado por una enzima proteica ribosomal para liberar GDP-EF-Tu y fosfato inorgánico.

El sitio A ahora está ocupado por el t-ARN entrante que lleva el segundo aminoácido. A partir del complejo binario GDP-EF-Tu, GTP-EF-Tu es regenerado por otro factor proteico, llamado EF-Ts y fosfato inorgánico. GTP-EF-Tu puede combinarse con el siguiente t-RNA de aminoacilo entrante para formar el complejo ternario.

La secuencia de eventos se representa en forma de diagrama en la figura 9.44:

El segundo paso en el proceso de elongación de la cadena implica la formación de un enlace peptídico entre el grupo α-amino, el aminoácido que ocupa el sitio A, y el grupo α-carboxilo del aminoácido que ocupa el sitio P.

Sin embargo, la formación del enlace peptídico tiene lugar mediante una reacción compleja, porque el grupo carboxilo del aminoácido en el aminoacil-t-ARN en el sitio P no está libre, sino que está unido al residuo de ácido adenílico de la secuencia CCA del t-ARN. (ver Fig. 9.41).

La reacción se llama reacción de peptidil transferasa. Tiene lugar en la subunidad 50S del ribosoma. Como resultado de la reacción, el sitio P ahora está ocupado por un t-RNA sin carga (sin aminoácido) y el sitio A está ocupado por un t-RNA con un dipéptido, como se muestra en la figura 9.45.

En el siguiente paso, el t-RNA con el dipéptido unido se mueve desde el sitio A al sitio P desplazando el fmet de t-RNA vacío. El movimiento se conoce como translocación y es catalizado por otro factor de elongación EF-G que se une al ribosoma. En el proceso, se sabe que se produce la hidrólisis de GTP catalizada por una proteína ribosómica.

Simultáneamente con la translocación del sitio A al sitio P, el m-ARN también se mueve a través de una unidad de codificación en la dirección 3 & # 8242 - & gt 5 & # 8242. De ese modo, el siguiente codón se coloca en el sitio A. Estos procesos de reacción y translocación de la peptidil transferasa tienen lugar con la adición de cada aminoácido transportado por los respectivos t-RNA. Como resultado, la cadena polipeptídica se alarga en el extremo amino-terminal mediante la adición secuencial de aminoácidos uno por uno determinado por el emparejamiento del anticodón del t-RNA y del codón del m-RNA.

El paso final de la síntesis de proteínas se alcanza cuando, en el sitio A, aparece uno de los tres codones de terminación (UAA, UAG o UGA) del m-RNA. Como estos codones no codifican ningún aminoácido (por eso se denominan codones sin sentido), el sitio A permanece vacío. La cadena polipeptídica se libera del ribosoma mediante la acción de un factor de liberación (RF).

En los procariotas, hay tres factores de liberación, RF1, RF2 y RF3. Se unen al ribosoma y catalizan la hidrólisis del enlace éster entre el t-RNA que ocupa el sitio P y el grupo carboxilo del último aminoácido. De ese modo, la cadena polipeptídica queda libre para ser liberada del ribosoma. El ribosoma 70S luego se desprende del m-ARN.

Escenario # 5. Polisomas:

Al considerar la síntesis de proteínas anterior, se ha abordado la relación mutua entre un m-ARN y un solo ribosoma 70S. Sin embargo, en la práctica, se usa una sola molécula de ARNm para traducción múltiple tanto en procariotas como en eucariotas. Esta práctica es económica para la célula, porque se pueden producir varias copias de la misma proteína en un tiempo relativamente corto sin pasar por el proceso de transcripción.

Cuando la fase de elongación de la cadena de la síntesis de polipéptidos ha avanzado a una etapa, de modo que la cadena tiene una longitud de 25-30 aminoácidos, el codón iniciador AUG del m-ARN queda libre para formar otro complejo de iniciación de la misma manera que formó el el primero. Entonces, un segundo ribosoma 70S inicia la síntesis de una segunda copia del mismo polipéptido.

De esta manera, la iniciación puede repetirse varias veces en diferentes ribosomas, formando así una cadena de ribosomas unidos por una molécula común de ARNm. Tal estructura se llama polirribosoma o polisoma. El tamaño de un polisoma varía según la longitud de la molécula de m-ARN.

Puede haber de 3 a 4 o hasta 100 ribosomas en un polisoma. Es obvio que la síntesis de polipéptidos termina en el primer ribosoma y luego en el segundo y así sucesivamente. En cualquier momento dado, la longitud de las cadenas polipeptídicas varía dependiendo del progreso del alargamiento de la cadena en los ribosomas de un complejo polisómico.

En la figura 9.46 se muestra una representación esquemática de la síntesis de polipéptidos en un polisoma:

Escenario # 6. Traducción cotranscripcional:

En eucariotas, la transcripción primaria, conocida como hn-RNA, debe procesarse eliminando los intrones, tapando el extremo 5 & # 8242 y añadiendo una cola poli A en el extremo 3 & # 8242. El producto procesado, el m-ARN, luego se transloca desde el núcleo al citoplasma a través de los poros de la membrana nuclear. Por el contrario, la transcripción primaria en procariotas se usa directamente como m-ARN.

Además, el material nuclear no está separado del citoplasma por una membrana. Un rasgo característico de la síntesis de proteínas procarióticas es, por lo tanto, que la traducción del m-ARN puede comenzar mientras el m-ARN todavía se está transcribiendo a partir de la hebra molde de ADN. Esto se conoce como transcripción y traducción simultáneas o traducción cotranscripcional.

A medida que la ARN polimerasa se mueve a lo largo de la hebra de la plantilla de ADN, el extremo 5 & # 8242 del m-ARN sale y se une a una subunidad 30S mediante apareamiento de bases con la secuencia de Shine-Dalgarno. Se forma un complejo de iniciación de la forma habitual y comienza la síntesis de polipéptidos. Con el progreso de la transcripción, el m-ARN crece en longitud y puede unirse a más ribosomas formando un polisoma (fig. 9.47).

El fenómeno de la traducción cotranscripcional en procariotas adquiere un significado especial en vista del hecho de que los mensajeros procariotas tienen una vida muy corta y tienen una vida media promedio de solo 1.3 a 1.8 minutos. Por lo tanto, la transcripción y traducción simultáneas pueden hacer un mejor uso de una molécula mensajera acortando los dos procesos al acoplarlos.

En E. coli, la velocidad de transcripción a 37 ° C es de 55 nucleótidos / seg y la de traducción es de 17 aminoácidos por segundo. Por lo tanto, la transcripción más rápida puede ejecutarse al mismo tiempo que el proceso de traducción más lento. De este modo, el tiempo total para la síntesis de proteínas se puede reducir considerablemente.


Resultados y discusión

El análisis de secuencia de las CDPS muestra que es un dominio de Rossmannoide del clado HUP relacionado con el dominio catalítico de clase I AAtRS

Para comprender los orígenes de las CDPS, iniciamos búsquedas iterativas de PSI-BLAST [11] con diferentes representantes de la familia, como AlbC de S. noursei [9]. Además de los representantes previamente caracterizados de firmicutes, actinobacterias y Photorhabdus, también recuperamos varias versiones divergentes (e & # x0003c 10 -3 en el momento de la primera detección) de otras bacterias como Parachlamydia, Pseudomonas fluorescens, Legionella, Sphingobium y Rickettsiella grylli antes de la convergencia (para obtener detalles sobre el material y los métodos, consulte el archivo adicional 1). Estas búsquedas también detectaron proteínas homólogas en eucariotas, como el hongo Gibberella, el gusano anélido Platynereis y la anémona de mar Nematostella. Todas estas versiones eran proteínas independientes sin fusiones con ningún otro dominio. Una alineación múltiple de los representantes recuperados seguida de la predicción de la estructura secundaria con el programa JPRED [12] reveló un pliegue & # x003b1 / & # x003b2 con cinco unidades de hélice-hebra que comprenden el núcleo del pliegue con inserciones helicoidales después de la segunda hélice-hebra unidad y después del tercer hilo (Figura & # x200B (Figura1). 1). El patrón de conservación de la secuencia reveló un GxSxxp (donde p es un residuo polar, generalmente una asparagina) entre la primera hebra y la hélice (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Se encontró un residuo polar conservado adicional en el extremo C de la 3ª hebra predicha y un glutamato conservado en la región helicoidal entre la hebra 3 y la hebra 4 (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Se prevé que estos comprendan el sitio activo de las CDPS. La presencia de cinco unidades de hélice de hebra junto con un bucle de sitio activo después de la primera hebra y un posible residuo de sitio activo después de la 3ª hebra recuerda a los dominios Rossmannoid y sugirió que las CDPS podrían adoptar tal pliegue [13].

Alineación de los dominios catalíticos de CDPS y AAtRS de clase I. Las secuencias están etiquetadas por sus nombres de genes, abreviaturas de especies y números de índice de Genbank separados por guiones bajos. También se muestran los ID de PDB, si están disponibles. Las secuencias se colorean basándose en un consenso del 85% derivado de una alineación de las ciclopéptido ligasas. En el cuadro debajo de la alineación se muestra una clave para el esquema de coloración, las abreviaturas de consenso y las etiquetas de estructura secundaria. Las afiliaciones familiares de las secuencias se muestran a la derecha. Los nombres de las especies se amplían en Abreviaturas.

Para probar esta conjetura utilizamos un modelo de Markov oculto (HMM) derivado de la alineación múltiple de las CDPS en una comparación perfil-perfil contra una biblioteca de HMM generada a partir de todos los dominios conocidos con representantes estructurales en PDB utilizando el programa HHpred [14]. Esta búsqueda recuperó dominios catalíticos de los AAtRS de clase I, a saber, tirosil-tRS (PDB: 2cyc p = 7 & # x000d7 10-6) y triptófanil-tRS (PDB: 3foc p = 4 & # x000d7 10-5) y el Nucleotidiltransferasa de motivo ALTO, fosfopanteteina adenililtransferasa (1od6 p = 3 & # x000d7 10 -4) como los mejores resultados. Las AAtRS de clase I y las NTasas de motivo ALTO pertenecen a la superclase HUP (HIGH, UspA, Photolyase / PP-loop) de dominios Rossmannoides que, tal como se predijo para las CDPS, contienen una hoja central con 5 hebras [13]. En todos los miembros de la superclase HUP, el sitio de unión al sustrato se encuentra en el bucle entre la hebra 1 y la hélice 1, de acuerdo con el patrón de conservación observado en las CDPS. De hecho, las coincidencias de perfil-perfil alinean el bucle de sitio activo predicho mencionado anteriormente de las CDPS con el bucle correspondiente de las aatRS de clase I y las NTasas ALTAS (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Además, la mayoría de los AAtRS de clase I contienen un inserto principal, típicamente helicoidal, entre la hebra 3 del pliegue de Rossmannoid central y la hélice antes de la hebra 4 que forman una "tapa" sobre el sitio activo [13, 15]. Este es también el punto de inserción del inserto helicoidal observado en los CDPS (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Por lo tanto, este inserto podría formar una tapa sobre el sitio de unión del sustrato central en las CDPS. Juntas, estas observaciones indican que las CDPS son miembros novedosos de la superclase HUP de dominios Rossmannoid. Sin embargo, dada su distribución restringida en un conjunto relativamente pequeño de bacterias y eucariotas, es probable que se derivaran más adelante en la evolución de un precursor de AAtRS de clase I como el YtRS o el WtRS (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Esto también explicaría cómo las CDPS podrían usar ARNt de aminoacilo (ARNtAt) como sustratos en la ligadura de péptidos; se predice que se unirán en el sitio activo, de manera similar a las AAtRS de clase I. Sin embargo, en las CDPS se perdió el motivo HIGH y se adquirió una nueva firma con una serina conservada, que recuerda a otra superfamilia del clado HUP, a saber, las ATPasas de bucle PP [13] (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Es probable que estos cambios sean características esenciales de las CDPS requeridas para formar el enlace amida de los AAtRNA, en contraposición a la adenilación seguida por la formación de ésteres observada en las AAtRS ancestrales.

Estudios previos sobre CDPS han demostrado que normalmente están codificados en un operón conservado con un gen para una enzima de la familia del citocromo P450 [16] (Figura & # x200B (Figura 2). 2). Estudios en B. subtilis y M. tuberculosis indican que el citocromo P450 es necesario para una modificación oxidativa adicional de la CDP (Figura & # x200B (Figura 3). 3). En M. tuberculosis cataliza la reticulación de los dos anillos de tirosina de cYY [16]. En síntesis de B. subtilis ácido pulcherrimínico cataliza la adición de oxígenos a los nitrógenos del anillo de dicetopiperazina de la CDP [9]. Por el contrario, los operones similares a la albonoursina que se encuentran en ciertos actinomicetos enlazan el CDPS con una oxidorreductasa de la familia de las nitroreductasa (una deshidrogenasa del pliegue de Rossmann), que es probable que catalice la desaturación de las dos cadenas laterales de aminoácidos. en el dipéptido (Fig. & # x200B (Fig. 2, 2, & # x200B, 3). 3). Entre las versiones recientemente detectadas en este estudio, encontramos varias asociaciones de vecindad de genes conservados para CDPS similares a AlbC que podrían ser indicativas de modificaciones alternativas y mecanismos sintéticos para los dipéptidos generados por ellos. Por ejemplo, en Burkholderia sp. 383 y Pseudomonas fluorescens observamos asociaciones novedosas con genes que codifican dioxigenasas dependientes de 2-oxoglutarato que podrían catalizar potencialmente las hidroxilaciones de las cadenas laterales de aminoácidos del dipéptido (Figura & # x200B (Figura2 2) [17]. Curiosamente, en algunos actinomicetos, como Actinosynnema mirum y Streptomyces sp. AA4, el CDPS similar a AlbC, muestra una asociación de vecindad con genes que codifican una metiltransferasa y una acil-coA ligasa. La primera enzima está relacionada con metilasas de ubiquinona del tipo UbiE y podría modificar las CDP mediante metilación. La última superfamilia de enzimas adenila los grupos carboxilato y posteriormente los liga a coA a través de un enlace tiocarboxilato para formar un acil-coA [18]. Por tanto, estas CDPS podrían, en principio, utilizar aminoacil-coAs generadas por la acción de las enzimas anteriores como sustrato, en lugar de AAtRNA. De hecho, las enzimas de la acil-coA ligasa son parte de los grandes sistemas de síntesis de péptidos y policétidos no ribosomales dependientes del dominio de condensación [19]. En algunos casos, el gen CDPS co-ocurre en operones predichos con un péptido ligasa adicional (Figura & # x200B (Figura 2) 2) tal como una ligasa Mur de la superfamilia de quinasas de bucle P (p. Ej. Desulfovibrio aespoeensis) o una ligasa de pliegue GNAT (p. ej. Rickettsiella grylli) que podrían mediar en la formación de más enlaces peptídicos. Estos operones también pueden contener una enzima dependiente de fosfato de piridoxal similar a SelA (PLPDE) que podría sintetizar un aminoácido modificado que se incorpora al péptido (Figura & # x200B (Figura 22).

Ejemplos de operones pronosticados de nuevos sistemas biosintéticos de péptidos. Los genes se muestran como flechas que apuntan desde el extremo 5 'al 3' del marco de codificación. Los operones están etiquetados con el gi y el nombre de la especie de los genes primarios AlbC, MtRS o cupin en ese contexto. Los identificadores de genes se derivan de la anotación del genoma proporcionada por NCBI. Aparte de los nombres de dominio estándar, los identificadores restantes se proporcionan en Abreviaturas. En el operón AlbC, AlbA codifica una enzima de la familia de nitroreductasa y AlbD una proteína transmembrana.

Esquema simplificado que muestra las reacciones centrales catalizadas por los sistemas enzimáticos descritos en este trabajo.. La figura muestra esquemas de reacción para la biosíntesis del ciclopéptido albonoursina, el sideróforo aerobactina y posibles sustratos de enzimas codificadas por los sistemas basados ​​en los parálogos MtRS y reacciones que potencialmente podrían catalizar.

Más allá de las bacterias de vida libre con sistemas activos de metabolismo secundario, también encontramos CDPS en varias bacterias parásitas intracelulares filogenéticamente distantes, como Legionella, Rickettsiella y ciertas clamidias (Figura & # x200B (Figura 1). 1). Normalmente, estas bacterias no codifican sistemas biosintéticos para metabolitos secundarios que son comunes en formas de crecimiento lento que compiten fuertemente como actinomicetos y mixobacterias. Por tanto, la propagación de tales CDPS a través de diversos patógenos / simbiontes bacterianos intracelulares sugiere un papel potencial para dipéptidos particulares en la supervivencia o manipulación de las células huésped. Detección de un CDPS en el hongo fitopatógeno Gibberella zeae es consistente con los primeros informes de la generación de CDP por dichos hongos con un efecto bioactivo en sus huéspedes [20]. Curiosamente, el gen CDPS codificado por el anélido Platynereis se induce como parte de la respuesta inmune innata antibacteriana [21], lo que sugiere que las CDP podrían desempeñar un papel como antibióticos codificados endógenamente en la respuesta inmune de ciertos animales.

Identificación de un parálogo de metionil-tRNA sintetasa generalizado que podría estar involucrado en nuevas vías de síntesis de péptidos

El hallazgo anterior de que las CDPS son ramificaciones altamente derivadas de un dominio similar a AAtRS de clase I, junto con la identificación del CtRS parálogo como el aminoácido ligasa en la biosíntesis de micotiol [10], indicó que los homólogos de AAtRS también podrían funcionar directamente como péptidos ligasas. Para investigar si otros AAtRS podrían funcionar en tal capacidad, esperábamos usar información contextual de operones predichos y fusiones de dominio para identificar candidatos potenciales. Recientemente, identificamos una versión paráloga de MtRS en varios genomas bacterianos que se fusiona con un dominio de hélice & # x003b2 bicatenario de la clase cupina de unión a metales [17]. Un análisis más detallado mostró que los MtRS parálogos relacionados están codificados por varios otros genomas bacterianos; estos carecen de fusión con el dominio cupin, pero en todos estos casos un cupin independiente está codificado por un gen vecino en el genoma (Figura & # x200B (Figura 2). 2 ). Si bien una bacteria determinada puede tener 1-3 copias de este MtRS parálogo, siempre también contiene el MtRS convencional involucrado en la síntesis de proteínas (archivo adicional 1). Esto sugirió que es probable que el MtRS parálogo se dedique a una vía involucrada en la síntesis de un metabolito distinto, separado de la síntesis de proteínas. Dado que los residuos catalíticos necesarios para la adenilación del aminoácido están intactos en esta familia paráloga, se prevé que sean enzimas catalíticamente activas capaces de adenilar la metionina (archivo adicional 1). Esto también implica que es probable que el metabolito sintetizado por estas enzimas sea un derivado de la metionina.

Para comprender mejor la procedencia de estos parálogos MtRS, los incluimos en un análisis filogenético junto con el MtRS convencional. El árbol resultante mostró que los MtRS convencionales se dividen en dos grupos principales separados por una rama interna larga (archivo adicional 1). El primero de estos grupos está compuesto casi exclusivamente por MtRS bacterianas, cloroplasto y mitocondrial. Dentro de este grupo se pueden reconocer varios linajes bacterianos monofiléticos tales como cianobacterias (incluidas las versiones de cloroplasto), firmicutes y diversas proteobacterias. Este grupo está unificado por la presencia de una única cinta de Zn insertada en el dominio catalítico (archivo adicional 1). El segundo grupo incluye el MtRS convencional de casi todas las arqueas, eucariotas (citoplasmáticas) y ciertos linajes bacterianos, como actinobacterias, cloroflexos, espiroquetas y bacteroidetes. Este grupo se caracteriza por la presencia de un inserto con dos cintas de Zn o una variante de las mismas, es decir, una cinta de Zn permutada circularmente que surge de la pérdida de las díadas quelantes de metales N- y C- terminales, respectivamente del primer y segundo Zn. cintas (archivo adicional 1). Esta imagen filogenética de los MtRS convencionales sugiere que la rama larga interna representa la división primaria entre los linajes arqueoeucariotas y bacterianos, con la posterior transferencia lateral de las versiones arqueoeucariotas a ciertos linajes bacterianos junto con el desplazamiento de genes xenólogos [15]. . Los MtRS parálogos recién identificados, que están fusionados o asociados con el dominio cupin de unión a metales, solo se encuentran en bacterias y forman un grupo de clúster distinto con los MtRS de tipo "arqueoeucariótico", aunque separados por una rama larga (archivo adicional 1). Esta agrupación está respaldada por el hecho de que poseen una cinta de Zn duplicada con intercambio de segmentos, al igual que las MtRS de tipo "arqueoeucariótico". Este MtRS parálogo se distribuye ampliamente en varios linajes bacterianos, a saber, actinobacterias, proteobacterias y firmicutes. En particular, se encuentra con frecuencia en diversas especies de actinobacterias, con Salinispora arenicola tener tres y Actinosynnema mirum dos parálogos distintos. Curiosamente, también se encuentra en varias bacterias patógenas o simbióticas relacionadas lejanamente que se sabe que secretan compuestos en las células huésped: Ralstonia solanacearum (dos versiones paralogous), Burkholderia phytofirmans, múltiple Dickeya especies, Erwinia pyrifoliae, Pseudomonas syringae, Frankia especies, Sinorhizobium meliloti y Mesorhizobium loti, que se asocian con plantas y Yersinia pseudotuberculosis, Photorhabdus luminescens, Pseudomonas entomophila, Bacillus cereus y Legionella pneumophila, que infecta a los animales. Las afinidades de este grupo parálogo sugieren que probablemente fue fundado por una transferencia lateral independiente, tal vez de una fuente de arqueas, a un linaje bacteriano. Dada su amplia presencia en actinobacterias, es probable que este linaje bacteriano fuera el linaje actinobacteriano, desde donde se dispersó ampliamente mediante transferencia lateral a varios linajes distintos de firimicute y proteobacteria, probablemente en ambientes compartidos.

La evidencia contextual sugiere que las parálogos metionil-tRNA sintetasas podrían catalizar la síntesis de un péptido novedoso

Para comprender mejor la vía biosintética en la que funciona este parámetro de MtRS, recurrimos al análisis de vecindad genómica, que, junto con las fusiones de dominio, ha demostrado ser una herramienta poderosa para inferir funciones de proteínas no caracterizadas [22]. Este grupo de parálogos de MtRS es particularmente adecuado para este tipo de análisis, ya que son muy móviles en términos evolutivos y es probable que cualquier asociación de genes-vecindad que se detecte entre especies relacionadas lejanamente sea indicativo de interacciones funcionalmente relevantes. Encontramos dos asociaciones de fusión de dominio / vecindad de genes que ocurren sin excepción con todos estos parálogos de MtRS (Figura & # x200B (Figura 2): 2): 1) la asociación antes mencionada con la cupina de unión a metales. 2) Una asociación de vecindad con un gen que codifica L-lisina 6-monooxigenasa, una oxidorreductasa multiplicada por Rossmann que cataliza la hidroxilación de lisina dependiente de NADPH en la posición N6. La N6-hidroxi-lisina es un intermedio en la biosíntesis de un sideróforo derivado de péptidos no ribosómicamente condensados, aerobactina [23]. En la biosíntesis de aerobactina, la posición N6 se modifica adicionalmente por acetilación por una aciltransferasa del pliegue GNAT (Figura & # x200B (Figura 3). 3). Curiosamente, encontramos que varios vecindarios de genes paralog de MtRS codifican adicionalmente un miembro de la superfamilia GNAT, lo que indica que es probable que se produzca una reacción similar incluso en este sistema (Figuras & # x200B (Figuras2 2 y & # x200B y3). 3). Estas modificaciones de N6 de la lisina sirven para bloquear el & # x003b5-NH2 grupo, favoreciendo así la condensación de dipéptidos utilizando la cadena principal & # x003b1-NH2 por la aerobactina sintetasa que pertenece al pliegue de la proteína quinasa [5]. El NH2 El grupo de glucosamina, que es cisteinilado por CtRS en la síntesis de micotiol, también está inicialmente bloqueado por un grupo acetilo (es decir, como N-acetil-glucosamina) antes de la formación de la amida [10]. Dado que se predice que las modificaciones de lisina N6 comparables a las observadas en la biosíntesis de aerobactina serán catalizadas por enzimas codificadas en las vecindades del gen paralog de MtRS, razonamos que es probable que la lisina N6 se modifique de manera similar para la formación de enlaces peptídicos incluso en este sistema (Figura & # x200B (Figura 3). 3). Esto también sugiere que la otra enzima común a todos estos vecindarios, el parámetro MtRS, por analogía con las CDPS y la cisteinil ligasa en la biosíntesis de micotiol, es probable que catalice la formación de un enlace peptídico en este sistema (Figura & # x200B (Figura 3) .3). Por lo tanto, proponemos que el núcleo de la vía bioquímica especificada por esta vecindad de genes conservados implica la síntesis de un dipéptido a través de la condensación del grupo carboxilo adenilado de la metionina con el & # x003b1-NH2 grupo de un derivado de lisina (es decir, modificado en la posición N6). La presencia de un gen que codifica la acireductona dioxigenasa, una enzima involucrada en el rescate de metionina, en un subconjunto de estas vecindades de genes también es consistente con la metionina que se canaliza hacia este metabolito (Figura & # x200B (Figura 22).

En algunos organismos existen asociaciones de vecindad de genes que sugieren variaciones potenciales del tema de la modificación de la lisina N6. Un subconjunto de estos operones predichos (por ejemplo, en Rhodococcus jostii y dos de los tres vecindarios genéticos parálogos en Salinispora arenicola) también contienen un gen de la sacaropina deshidrogenasa estrechamente ligado (Figura & # x200B (Figura 2). 2). Esta enzima cataliza la formación de sacaropina uniendo el 2-oxoglutarato al N6 de la lisina. Por tanto, la modificación del & # x003b5-NH2 por esta enzima podría ser efectivamente similar a la acetilación de esta posición (Figura & # x200B (Figura3). 3). Además, varios de los operones predichos codifican proteínas como (Figura & # x200B (Figura 2): 2): 1) acil-coA ligasa que liga la coA a un ácido graso [18] 2) una o más proteínas portadoras de acilo (ACP) que llevan un resto de fosfopanteteinilo unido a serina, que a su vez lleva un grupo acilo graso como tioéster 3) Enzimas de condensación de acilo, que catalizan la condensación de un acil-coA en otro resto, lo que da como resultado una cadena alargada debido a la adición del elemento acilo. 4) enzimas que podrían catalizar una reacción de transacilasa que desvincula el ácido graso del ACP o lo transesterifica. Estas enzimas similares a las transacilasas pueden pertenecer a la superfamilia NTN-hidrolasa previamente reconocida o la superfamilia & # x003b1 / & # x003b2-hidrolasa o la familia BtrH con un pliegue similar a la papaína [5], o son representantes de una nueva familia de proteínas que determinamos como también pertenecientes al pliegue similar a la papaína (archivo adicional 1) 4) Acil-coA deshidrogenasas, que catalizan la modificación de ácidos grasos a través de la desaturación. Estos genes están presentes en los vecindarios solo si el grupo de genes también codifica un miembro del pliegue GNAT, lo que sugiere que podrían estar involucrados en la síntesis de un sustrato acil-coA que podría ser utilizado por la enzima GNAT (en lugar del acetil -coA) para modificar la posición N6 de la lisina. Sin embargo, en principio, la ACP y las enzimas asociadas también podrían usarse como sustrato para la unión del péptido sintetizado por este sistema, comparable a lo que se observa en la biosíntesis de butirosina y la síntesis de péptidos por péptido sintetasas multidominio gigantes [24,25]. El otro componente universalmente presente de este sistema, la cupina de unión a metales, pertenece a una gran radiación de tales enzimas, que forman parte de un dominio de hélice & # x003b2 de doble hebra simple con cuatro posiciones conservadas involucradas en la quelación de un ión metálico [17 , 26]. Catalizan dos tipos distintos de reacciones: 1) isomerización de azúcares linealizados a través de un intermedio de enediol y 2) una reacción de dioxigenasa, incorporando dos oxígenos en los sustratos (por ejemplo, cisteína dioxigenasa, en la que el grupo SH de la cisteína se oxida a sulfinato). Sin embargo, a diferencia de las dioxigenasas dependientes de 2-oxoglutarato del pliegue de hélice & # x003b2 bicatenaria, no se sabe que catalicen hidroxilaciones simples de sustratos [17]. Dado que esta cupina está estrechamente asociada con MtRS (ya sea fusionada o típicamente como el gen 5 'al gen MtRS (Figura & # x200B (Figura 2), 2), es posible que funcione en estrecha asociación con MtRS, quizás catalizando una reacción sobre la metionina (Figura & # x200B (Figura 3). 3) Sin embargo, la naturaleza exacta de esta modificación sigue sin estar clara ya que actualmente no hay precedentes de tales modificaciones en otros sistemas de modificación de péptidos caracterizados.

Más allá del núcleo conservado, la mayoría de estos vecindarios codifican varios otros dominios enzimáticos y transportadores y proteínas de unión a péptidos de las superfamilias de proteínas de unión periplásmicas. Si bien estos tienden a variar entre vecindarios, su estrecho vínculo genómico y la bioquímica predicha sugiere que son parte de la misma vía biosintética. En varios de estos operones se encuentran uno o más genes que codifican enzimas ATP-agarre o péptido sintasas no ribosómicas de múltiples dominios con dominios de condensación. Por analogía con otros operones de síntesis de péptidos no ribosómicos, es probable que estas enzimas catalicen la ligadura de aminoácidos adicionales [5]. De acuerdo con esto, las enzimas para la síntesis de otros aminoácidos también se encuentran en estos operones (Figura & # x200B (Figura 2, 2, archivo adicional 1). Estos incluyen una ATPasa de bucle de PP que está estrechamente relacionada con la asparagina sintetasa, lo que sugiere que podría catalizar la formación de asparagina. Además, dos enzimas generadoras de ornitina, a saber, la arginasa y la glicina amidinotransferasa, la ornitina ciclodesaminasa generadora de prolina, la dimetilargininasa generadora de citrulina y diferentes PLPDE también están codificadas por algunos de estos vecindarios. Estas últimas enzimas incluyen la diaminobutirato transaminasa, que sintetiza 2,3-diaminobutirato y cisteína sintasa que genera cisteína. Es posible que los aminoácidos generados por la acción de estas enzimas se incorporen como residuos adicionales del péptido o, alternativamente, modifiquen el péptido a través de reacciones como la descarboxilación (p. ej. catalizada por el PLPDE, BtrK, en la biosíntesis de butirosina [24]). Otras enzimas prevalentes codifican Según estos operones predichos, hay diversas enzimas redox que pertenecen a pliegues distintos (Figura & # x200B (Figura 2): 2): 1) La primera de estas son las deshidrogenasas de pliegue de Rossmann que utilizan cofactores FAD o NADH. 2) Miembros de la superfamilia de monooxigenasa dependiente de flavina o F420, que incluye la monooxigenasa BtrO que hidroxila la cadena lateral de aminoácidos en la biosíntesis de butirosina [24]. 3) dioxigenasas dependientes de 2-oxoglutarato de doble hélice & # x003b2, tales como miembros de la superfamilia JOR / JmjC, y la familia de fitoil hidroxilasa de 2OGFeDO clásicos [17]. 4) Monooxigenasas plegadas de ferredoxina de tipo SnoaB / ActVA-Orf6 que catalizan la inserción de un solo átomo de oxígeno en los sustratos y se encuentran a menudo en las vías biosintéticas de varios antibióticos [27]. 5) & # x003b1-diironoxigenasas helicoidales de la superfamilia de la hemooxigenasa [28]. Las últimas 4 clases de enzimas anteriores podrían catalizar en particular la hidroxilación u oxigenación de las cadenas laterales del péptido y / o el resto de acilo graso, si está presente. Por tanto, en conclusión, se predice que la mayoría de estos sistemas centrados en la MtRS parálogos catalizan la síntesis de un derivado altamente oxigenado del dipéptido Met-Lys, que en algunos casos podría extenderse más con residuos adicionales.

La presencia de este sistema en diversas actinobacterias, que se sabe que producen diversos metabolitos secundarios, sugiere que este derivado peptídico podría funcionar como antibiótico. Sin embargo, fuera de los actinomicos, se encuentra principalmente en bacterias que muestran asociaciones simbióticas o parasitarias con células eucariotas, que normalmente no codifican ningún sistema de producción de antibióticos. En estos casos, es probable que este metabolito peptídico tenga un papel en las interacciones huésped-parásito. De acuerdo con esto, en estos organismos los operones predichos generalmente contienen una proteína de unión a péptidos y un transportador de eflujo transmembrana (Figura & # x200B (Figura 2). 2). Una posibilidad es que funcione como un sideróforo en estos casos, y la variabilidad probablemente surja debido a la selección contra el robo de sideróforos o la inmunidad del huésped.

La identificación de un sistema de síntesis de péptidos en paralelo respalda aún más el papel del parámetro MtRS en la ligadura de péptidos

También identificamos otro conjunto de operones predichos que coincidían estrechamente con el sistema anterior en diversos firmicutes, cianobacterias, proteobacterias y actinobacterias (Figura & # x200B (Figura 2). 2). Estos se centraron en una proteína distintiva que combina un dominio cupin, relacionado con los fusionados o asociados con MtRS, con una región no caracterizada N-terminal (por ejemplo, FRAAL4157, gi: 111223558). Las búsquedas de secuencias iterativas sembradas con esta región N-terminal usando el programa PSI-BLAST recuperaron coincidencias significativas con la superfamilia hemo oxigenasa de diiron oxigenasas que también se detectaron en el sistema anterior (p. Ej. Frankia FRAAL4157 recupera la oxigenasa Ct610, PDB: 1RCW caracterizada experimentalmente de Chlamydia trachomatis, e = 10-3, iteración 8). Las coincidencias mostraron que la región N-terminal de estas proteínas contiene dos dominios de diironoxigenasa: el N-terminal que se predice que estará inactivo y el C-terminal que se predice que será activo en función de la conservación de las histidinas quelantes del hierro y los residuos ácidos [28 ]. Por tanto, se predice que estas proteínas poseen dos capacidades de oxigenasa distintas, con el dominio diiron oxigenasa probablemente funcionando como una monoxigenasa y el dominio cupina C-terminal como una dioxigenasa. Están codificados en operones predichos que muestran tres temas relacionados pero distintos (Figura & # x200B (Figura 2): 2): 1) el más simple de estos combina el gen que codifica la proteína oxigenasa-cupina con una o dos enzimas involucradas en la modificación de aminoácidos como una metilasa de aminoácidos y un PLPDE. 2) El segundo conjunto de estos operones predichos combina el gen oxigenasa-cupina con genes que codifican uno o dos péptidos ligasas del pliegue ATP-agarre [5]. Además, estos operones codifican una proteína de hierro-azufre Rieske 2Fe-2 S involucrada en el transporte de electrones en reacciones redox. 3) El conjunto final de operones predichos es similar a los operones anteriores: en lugar de las ligasas de péptido ATP-agarre, codifican sintetasas de péptido no ribosomales gigantes de múltiples dominios con dominios de condensación y también ligasas de acil-coA, que podrían cargar aminoácidos con coA para su uso por las primeras enzimas. Este conjunto de operones también codifica una proteína de la superfamilia "YqcI / YcgG" no caracterizada que contiene una cisteína N-terminal absolutamente conservada (archivo adicional 1). Dado que las péptido sintetasas no ribosómicas de múltiples dominios podrían utilizar un anclaje proteico para el alargamiento de péptidos, es concebible que la cisteína conservada de esta familia sirva como medio para anclar el residuo inicial mediante un enlace tiocarboxilato. Además, las tres versiones de estos operones podrían codificar adicionalmente un transportador de eflujo transmembrana, lo que sugiere que el metabolito sintetizado por este operón se despliega en el medio ambiente (Figura & # x200B (Figura 2). 2). Es posible que en estos grupos de genes, el cupin pueda desempeñar un papel similar al cupin afín en los sistemas centrados en el parámetro MtRS, mientras que el diiron oxigenasa podría funcionar de manera similar a la lisina N6-monooxigenasa. Es probable que el más simple de estos operones predichos modifique un solo aminoácido. Los que contienen cualquiera de los dos tipos no relacionados de enzimas formadoras de enlaces peptídicos parecen ser análogos del sistema centrado en el parámetro MtRS con oxigenasas distintas asociadas con al menos una ligasa peptídica.


La flexibilidad inherente de las multienzimas de péptido sintetasa no ribosómico de tipo I impulsa sus actividades catalíticas

Las péptido sintetasas no ribosomales (NRPS) son multienzimas que producen metabolitos naturales complejos con muchas aplicaciones en la medicina y la agricultura. Se componen de numerosos dominios catalíticos que alargan y modifican químicamente sustratos o derivados de aminoácidos y de dominios de proteínas portadoras no catalíticas que pueden atar y transportar los productos en crecimiento a los diferentes dominios catalíticos. La flexibilidad intrínseca de las NRPS permite reordenamientos conformacionales que se requieren para permitir interacciones entre dominios de proteínas catalíticas y portadoras. Su gran tamaño, junto con esta flexibilidad, hace que estas proteínas de múltiples dominios sean un gran desafío para la caracterización estructural. Aquí, resumimos estudios recientes que ofrecen vistas estructurales de NRPS de múltiples dominios en varias conformaciones catalíticamente relevantes, proporcionando así una mayor comprensión de su ciclo catalítico. Una mejor comprensión estructural de estas multienzimas proporciona nuevas perspectivas para su reingeniería para sintetizar nuevos metabolitos bioactivos.

1. Introducción: la flexibilidad inherente de las péptido sintetasas no ribosomales

Los productos naturales son metabolitos secundarios sintetizados por microorganismos para adaptarse a su entorno [1]. Muchos de estos productos naturales se han utilizado con fines médicos, como los antibióticos daptomicina y vancomicina [2] y la molécula anticancerígena bleomicina [3]. Entre estos productos naturales, los péptidos no ribosomales (NRP) constituyen una amplia clase de metabolitos basados ​​en péptidos, sintetizados independientemente del ribosoma por grandes maquinarias denominadas sintetasas de péptidos no ribosomales (NRPS). Por ejemplo, el lipopéptido de surfactina es sintetizado por el 1 MDa de surfactina NRPS de Bacillus subtilis (figura 1) [4]. Los avances recientes en la secuenciación del genoma completo han revelado la existencia de numerosos grupos de genes NRPS entre bacterias y hongos, en su mayoría de función desconocida [5-7]. Sin embargo, la comprensión estructural de las maquinarias que producen estos metabolitos se ha limitado durante mucho tiempo a estudios de dominios aislados [8] hasta hace relativamente poco tiempo, y ha evolucionado drásticamente en los últimos años.

Figura 1. Organización de la surfactina NRPS. (a) La surfactina NRPS está compuesta por tres polipéptidos: SrfA-A, SrfA-B y SrfA-C. Cada polipéptido está compuesto por uno o varios módulos, cada uno de los cuales es responsable de la incorporación de un aminoácido, resaltado en rojo en el metabolito en crecimiento. El módulo 1 es el módulo de iniciación, el módulo 7 es el módulo de terminación y los intermedios son módulos de alargamiento. La adición de un aminoácido al metabolito requiere la cooperación entre dominios, representados como esferas coloreadas. Todos los módulos de surfactina NRPS poseen un dominio no catalítico único, el PCP (en naranja) que ata al metabolito en crecimiento. Cada módulo también contiene al menos dos dominios catalíticos: un dominio de condensación (C, en azul) y un dominio de adenilación (A, en verde). Además, los módulos 3 y 6 poseen un dominio de epimerización opcional (E, en gris). Finalmente, el módulo de terminación termina con un dominio de tioesterasa (TE, en rojo) que libera y cicla la molécula de surfactina. (B) Estructura química de la surfactina.

Los NRPS se clasifican en dos categorías, tipo I y tipo II. En los NRPS de tipo II, la incorporación de un aminoácido en el metabolito requiere la participación de varios dominios transportados por distintas proteínas [9]. Por el contrario, las megaenzimas NRPS tipo I utilizan una estrategia de línea de montaje (figura 1) con módulos que actúan secuencialmente, siendo cada uno responsable de la incorporación de un aminoácido al metabolito final. Una línea de montaje de NRPS se compone de un módulo de iniciación (módulo 1 en la figura 1a), un módulo de terminación (módulo 7 en figura 1a) y uno o varios módulos de alargamiento (2 a 6 en figura 1a). En general, varios módulos se fusionan en un solo polipéptido.Las policétido sintasas (PKS), que también son megaenzimas modulares, adoptan la misma lógica de línea de montaje que las NRPS, pero utilizan sustratos de cadenas de carbono pequeñas en lugar de sustratos de aminoácidos [10]. Esta estrategia similar explica la existencia de numerosas líneas de ensamblaje híbridas NRPS / PKS que producen metabolitos híbridos péptido-policétido [11].

La mayoría de los módulos se componen de dos dominios catalíticos, los dominios de adenilación (A) y condensación (C) (figura 1a) cada módulo NRPS también incorpora el dominio de la proteína transportadora de peptidilo (PCP) no catalítico, pero esencial [12]. En esta revisión, consideraremos que un módulo clásico comienza con un dominio C y termina con un dominio PCP (figura 1). El dominio PCP funciona como una plataforma de anclaje para trasladar sustratos a los diferentes dominios catalíticos dentro de un módulo; también permite el transporte del sustrato modificado desde el módulo aguas arriba hasta el módulo aguas abajo (figura 1a). Los dominios de PCP, cuyas masas están en el rango de 10 kDa, se han estudiado principalmente en forma aislada mediante RMN [13-15]. Se pliegan como un paquete de cuatro hélices para diestros, con las cuatro hélices (I, II, III y IV) conectadas por bucles. En el extremo N de la hélice II, todos los dominios de PCP poseen un residuo de serina conservado que sirve como punto de unión para un brazo de fosfopanteteína (brazo de PPant). Esta modificación postraduccional está catalizada por fosfopanteteinil transferasas (PPtasas) que convierten apo-PCP en holo-PCP [16]. El brazo PPant de 20 Å de largo muestra un tiol libre en su extremo que permite la carga de varios sustratos. En esta revisión, el término "PCP cargado" se utilizará para referirse a los PCP modificados con un brazo de PPant y cargados con un sustrato. De hecho, una serie de NRPS se han caracterizado estructuralmente en diversas conformaciones productivas mediante el empleo de una PPtasa promiscua, como la Sfp de Bacillus subtilis [17], para la carga de sustratos, imitadores o inhibidores sin salida, en las megaenzimas [18-22].

El dominio PCP entrega sustratos a los dominios catalíticos. Primero, el dominio de adenilación (A) activa el monómero ácido entrante. Los dominios A seleccionan monómeros muy diversos, incluidos α-L- o α-D-aminoácidos, β-aminoácidos o ácidos arílicos [23]. Posteriormente, el dominio de condensación (C) cataliza la formación de enlaces peptídicos entre dos monómeros unidos a PCP. Muchos dominios de adaptación opcionales que modifican químicamente el metabolito en construcción también se pueden encontrar en las NRPS [24]. Por ejemplo, el dominio de epimerización (E) convierte los L-aminoácidos naturales en D-aminoácidos (módulos 3 y 6 en la figura 1a). Finalmente, cada línea de montaje termina con un dominio, como una tioesterasa (TE) o una reductasa (Re) (módulo 7 en la figura 1a), que libera el producto final. Esta etapa final puede introducir una mayor diversidad en el péptido ya que la liberación puede ocurrir por hidrólisis o ciclación. Curiosamente, dado que la liberación de surfactina se produce mediante macrolactonización [25, 26], los metabolitos de surfactina contienen enlaces amida y éster, por lo que merecen la designación de "depsipéptido" (figura 1).B) [27].

La flexibilidad de NRPS permite los cambios conformacionales necesarios para las interacciones entre el PCP y los dominios catalíticos. Sin embargo, esta flexibilidad es un inconveniente para las caracterizaciones estructurales de grandes fragmentos de NRPS y, en consecuencia, los estudios estructurales exitosos a menudo han requerido el empleo de herramientas químicas para reducir la heterogeneidad conformacional [19-22]. Sin embargo, caracterizar los movimientos de las multienzimas NRPS es un requisito para la comprensión detallada de estas fascinantes maquinarias. En esta revisión, nos centramos en aspectos recientes de la flexibilidad de NRPS que permiten movimientos de PCP durante un ciclo catalítico, describiendo tanto las conformaciones sucesivas adoptadas por estas enzimas durante un ciclo como los movimientos que engendran el paso de una conformación a la siguiente.

2. Estructuras conocidas de péptido sintetasa no ribosómico

El campo de la biología estructural NRPS logró importantes avances en los últimos cinco años con la publicación de varias estructuras cristalinas de NRPS multidominio, en gran parte debido al trabajo de los grupos de Schmeing y Gulick (figura 2) [19-22,28,29 ]. Estos resultados se suman a un gran número de estructuras de dominios catalíticos individuales y dominios didácticos que contienen PCP, resueltos por RMN, cristalografía de rayos X o una combinación de ambas técnicas [8]. Cada dominio adopta el mismo pliegue en diferentes estructuras, independientemente del número de dominios presentes en la proteína. No obstante, comprender la organización de módulos completos, así como las interacciones módulo-módulo, es esencial para proporcionar una mejor comprensión de estas líneas de montaje. Sin embargo, durante mucho tiempo, la flexibilidad intrínseca de los NRPS impidió la caracterización estructural de módulos completos a alta resolución. La primera estructura de un módulo completo, la del módulo de terminación de surfactina, SrfA-C, se resolvió mediante cristalografía de rayos X en 2008 (figuras 1a y 2a,B) [30]. Desde entonces, se han resuelto las estructuras cristalinas de otros tres módulos de terminación: AB3403 de una vía no caracterizada de Acinetobacter baumanii, el módulo de terminación de enterobactina EntF y ObiF1 de la línea de montaje de obafluorin (figura 2c – e) [20,29,30]. En 2017, un esfuerzo combinado en cristalografía de rayos X y microscopía electrónica (ME) de tinción negativa proporcionó información sobre las estructuras de los dos últimos módulos de DhbF implicados en la síntesis de bacilibactina (figura 2).f, g) [21]. Por último, la elucidación estructural de la proteína dimodular LgrA, del complejo de gramicidina sintetasa que contiene un módulo de iniciación y alargamiento, fue un gran avance en la comprensión de la organización supramodular NRPS. De hecho, se resolvieron 12 estructuras cristalinas de fragmentos de LgrA complejados con sustratos, análogos de sustrato e inhibidores sin salida y proporcionaron una imagen completa del ciclo catalítico de un NRPS dimodular (figuras 2hj y 3) [19, 22].

Figura 2. Galería estructural de módulos NRPS. Si está presente, el brazo PPant adjunto al dominio PCP se representa como barras. (a,B) Organización de dominio y estructuras cristalinas de los módulos de terminación SrfA-C (código PDB: 2VSQ) [19], (C) AB-3403 (código PDB: 4ZXH) [21], (D) ObiF1 (código PDB: 6N8E) [22] y (mi) EntF (código PDB: 5T3D) [21]. Además del dominio PCP, estos módulos están compuestos por condensación (C), adenilación (a) y dominios de tioesterasa (TE). No se detectó densidad electrónica para el dominio TE de EntF. El His catalítico del dominio C está representado en esferas. (F,gramo) Organización de dominio y estructura cristalina de DhbF, una construcción de módulo cruzado (código PDB: 5U89) [16]. (h – j) Organización de dominios y estructuras cristalinas de una construcción de cinco dominios de LgrA (código PDB: 6MG0) [24]. LgrA comienza con una formilación (F) dominio. El dominio en rosa en ObiF1 (D) y DhbF (gramo) representa MLP, un activador de dominio A.

Figura 3. Ciclo catalítico de LgrA, un NRPS dimodular. (a) Organización del dominio de LgrA. Para mayor claridad, el dominio de epimerización inactivo de LgrA, que sigue al PCP2 dominio, no se muestra. (B) Ciclo catalítico de LgrA ilustrado por cinco estructuras cristalinas (códigos PDB: 5ES5, 5ES8, 5ES9 y 6MFZ) [23, 24]. Cuatro estructuras diferentes del módulo 1 revelan detalles sobre el ciclo catalítico de un módulo de iniciación. El PCP1 El dominio está desordenado en los estados abierto y cerrado. Primero, el estado abierto permite la unión de valina y ATP. El estado cerrado es la conformación que es relevante para la activación de valina por ATP (es decir, el estado de adenilación). La conformación de tiolación captura la transferencia de valina de la A1 dominio al brazo PPant del PCP1 dominio. En la conformación de formilación, el F1 El dominio agrega un grupo formilo a la valina, aún unido al PCP1 dominio. La estructura del NRPS dimodular completo permite la visualización de la conformación de condensación. Después de la condensación, Gly activado por el módulo 2 se une covalentemente a formil-Val mediante un enlace peptídico. En todas las estructuras presentadas, la F1-Acentro bidomain adopta conformaciones similares mientras que el Asub subdominio y el PCP1 Los dominios se colocan de manera diferente. Rotaciones de la Asub el subdominio induce movimientos del PCP1 dominio debido al enlazador entre ellos.

3. Carga del aminoácido en el dominio de la proteína portadora de peptidilo

El dominio de adenilación (A) se divide en dos subdominios: el subdominio N-terminal, Acentro, consta de alrededor de 400 aminoácidos, mientras que el subdominio C-terminal, Asub, comprende alrededor de 100 aminoácidos [31]. El dominio A cataliza dos reacciones: la activación del monómero ácido mediante ATP (adenilación) y su posterior transferencia al dominio PCP (tiolación o tioesterificación). El dominio A es capaz de adoptar varias conformaciones que se han descrito como "el ciclo de alternancia de dominios" y que están respaldadas por varias estructuras de módulos NRPS completos (figura 3) [19,20,22,31]. Sorprendentemente, el estado de tiolación se ha caracterizado varias veces utilizando análogos no hidrolizables (figura 3B, conformación de tiolación) [18-20,22]. Por ejemplo, la estructura de PA1221, un didomain A-PCP natural NRPS de Pseudomonas aeruginosa, se obtuvo tanto en su forma apo como en una forma cargada bloqueada en la conformación de tiolación mediante el uso del inhibidor valil-adenosina vinilsulfonamida (AVS) [32]. En la forma apo, la densidad de electrones para el dominio PCP estaba ausente, lo que sugiere que el dominio era flexible, mientras que todo el diddominio era visible en presencia del inhibidor de AVS, lo que indica que estabilizó la interfaz A-PCP. Esto sugiere que las numerosas estructuras cristalinas de NRPS en la conformación de tiolación no reflejan una conformación adoptada preferentemente. en vivo pero, más probablemente, una conformación que favorezca la cristalización.

El ciclo comienza cuando el dominio A, en una conformación abierta, está disponible para la unión del sustrato (figura 3B, conformación abierta) [31]. La Acentro El subdominio contiene el bolsillo de unión del monómero que aloja el ATP y el monómero ácido. Tras la unión del sustrato, una rotación de 30 ° de la Asub El subdominio conduce a la conformación cerrada, que luego es adecuada para la adenilación (figura 3B, conformación cerrada) [19]. Esta conformación permite la entrada de un Asub bucle en la Acentro Este subdominio contiene una lisina catalítica conservada que estabiliza el sustrato ácido y el ATP [33]. Posteriormente, después de la adenilación y la liberación de pirofosfato, una rotación de 140 ° de la Asub El subdominio permite la conversión entre la conformación cerrada y la de tiolación, pudiendo esta última catalizar la tioesterificación (figura 3B, conformación de tiolación) [31].

Las rotaciones de la Asub subdominio son facilitados por una región de bisagra flexible que contiene un ácido aspártico conservado o una lisina, ubicada en el Acentro-Asub enlazador [34]. La estructura de una enzima formadora de adenilato con el residuo de bisagra mutado en prolina reveló una enzima bloqueada en la conformación de adenilación. De acuerdo con la estructura, la enzima mutante todavía era capaz de adenilación, pero no de tiolación [34]. La importancia del residuo bisagra también se ha demostrado en el contexto de la EntF NRPS multidominio, en la que la misma mutación del residuo bisagra abolió la producción de enterobactina [35]. Por lo tanto, la flexibilidad del residuo de bisagra en el Acentro-Asub El enlazador es esencial para permitir el movimiento de la Asub subdominio relativo a la Acentro, que es necesario para permitir cambios conformacionales de todo el módulo. De hecho, las rotaciones de la Asub El subdominio impulsa el movimiento del PCP debido al enlazador que conecta los dos dominios. El análisis de la región enlazadora A-PCP revela que contiene múltiples prolinas, ausentes en los dominios A independientes [35]. Estas prolinas podrían endurecer el enlazador A-PCP, facilitando así los movimientos del dominio PCP en concierto con los movimientos del Asub subdominio [35].

4. Modificación del aminoácido ligado a la proteína transportadora de peptidilo

La gran diversidad de NRP surge en parte de la acción de los dominios de adaptación, como los dominios de ciclación (Cy), epimerización (E), formilación (F), cetoreductasa (KR), metiltransferasa (Met) y oxidasa (Ox), que modifican el péptido en construcción [19,36-40]. No es inusual que los dominios de adaptación se inserten dentro de los dominios A, que luego se denominan dominios A interrumpidos [39,41]. La estructura de LgrA en la conformación de formilación proporciona información sobre el mecanismo de modificación de aminoácidos mediante un dominio de adaptación, en este caso la formilación de L-valina unida a PCP por un dominio F utilizando un cofactor de formiltetrahidrofolato (figura 3).B, conformación de formilación) [19]. Dado que los dominios F y PCP están separados por el dominio A grande (figura 3a), debe producirse un cambio conformacional sustancial para permitir que el dominio PCP coloque su brazo PPant en el sitio activo F. La Asub El subdominio gira 180 ° desde su posición en la conformación de tiolación mientras que el dominio PCP gira 75 °, alejándose 60 Å de su posición de tiolación (comparar la figura 3B, conformaciones de tiolación y formilación). La superficie de interacción entre los dominios F y PCP es muy limitada. Desafortunadamente, no hay estructura de la LgrA dimodular completa en la conformación de formilación. Cabe señalar que la estructura de dimodular LgrA (figura 3B, conformación de condensación) revela que la posición ocupada por el PCP1 El dominio en la conformación de formilación está ocupado por el dominio C en una etapa posterior del ciclo catalítico [22].

5. Alargamiento de la cadena peptídica donante con un aminoácido aceptor

La elongación es la única reacción que necesita interacciones entre dominios pertenecientes a diferentes módulos. Esta reacción es catalizada por un dominio de condensación (C) o, más raramente, por un dominio de ciclación (Cy) también llamado dominio de heterociclización (HC), que cataliza la ciclación después de la condensación [42]. Si los dos módulos pertenecen al mismo polipéptido, los dominios PCP y C están conectados directamente por un enlazador (figura 3B, conformación de condensación). Si pertenecen a diferentes polipéptidos, los dominios de acoplamiento facilitan la interacción entre el PCP ascendente y el dominio C descendente [43]. El dominio C de un módulo de alargamiento norte cataliza la formación de enlaces peptídicos entre la cadena en crecimiento transportada por el dominio PCP aguas arriba (PCP donante), que pertenece al módulo norte-1, y el aminoácido activado transportado por el dominio PCP aguas abajo (PCP aceptor) ubicado en el mismo módulo norte (figura 3B, conformación de condensación) [42]. La cadena de péptidos en crecimiento se transfiere directamente de un dominio PCP al siguiente, sin unión al dominio C. Por tanto, los dos dominios de PCP deben unirse simultáneamente a dos sitios de unión diferentes en el dominio C, estos se denominan sitios de unión donantes y aceptores. Sin embargo, el dominio C debe discriminar entre los dos dominios PCP para mantener la direccionalidad de la línea de montaje. Por lo tanto, la reacción de condensación resulta de la interacción entre tres dominios (el dominio C, el PCP donante y el PCP aceptor).

El dominio C adopta el pliegue pseudodimérico en forma de V que se observa en la familia de la cloranfenicol aciltransferasa [42]. Se divide en lóbulos N-terminal y C-terminal, y el sitio activo está ubicado dentro del lóbulo N-terminal, en el centro de un túnel formado por la interfaz entre los dos lóbulos (figura 2). Las estructuras de tres módulos de terminación, SrfA-C, AB3403 y ObiF1, muestran el dominio PCP del aceptador acoplado al sitio del aceptador del dominio C (figura 2aD) [20,29,30]. En SrfA-C, aunque el dominio PCP está en su forma apo debido a una mutación Ser-Ala, el Ala se encuentra a 16 Å de la His catalítica del dominio C, lo que sugiere que esta estructura es compatible con una reacción de condensación productiva ( Figura 2B) [30]. Tanto holo-AB3403 como holo-ObiF1 muestran el dominio PCP acoplado al sitio aceptor C con el brazo PPant insertado a través de un túnel que permite el posicionamiento del tiol final cerca del His catalítico del dominio C (figura 2C,D) [20,30]. Vale la pena señalar que, a diferencia de lo que se observó para la interacción de PCP con el dominio A, no se necesitó sustrato o inhibidor para favorecer la interacción entre los dominios de PCP aceptor y C.

Varias estructuras dimodulares de LgrA han revelado por primera vez la interacción productiva entre un dominio de PCP de un donante y su correspondiente dominio C (figura 3B, conformación de condensación) [22]. De hecho, en cuatro estructuras de LgrA, el donante PCP1 el dominio está acoplado en el C2 sitio donante, presentando su Ser conservado hacia el His catalítico del dominio C, estando los dos residuos separados por menos de 20 Å. El PCP donante1 El dominio global tiene la misma orientación en estas estructuras y tres de ellos muestran densidad electrónica para el brazo PPant en el túnel donante del dominio C. Sin embargo, la estructura de F1-A1-PCP1-C2 con f-Val cargado en el brazo PPant de PCP1 revela que el grupo tioéster reactivo debe modificar ligeramente su posición con el fin de estar correctamente posicionado para el ataque del aminoácido aceptor. Los autores plantearon la hipótesis de que el sustrato donante sólo podría colocarse correctamente en presencia del sustrato aceptor unido a PCP en el sitio activo del dominio C [22]. La importancia del estado de carga del dominio de la proteína transportadora para la conformación de megaenzimas ya ha sido demostrada para las megaenzimas PKS modulares que incorporan dominios análogos a C, A y PCP de los sistemas NRPS [44, 45]. De hecho, las estructuras del módulo PikAIII PKS cargado con varios sustratos obtenidos por microscopía crioelectrónica revelaron que el dominio de la proteína portadora de acilo (ACP) adopta posiciones dramáticamente diferentes según la naturaleza del sustrato cargado en el ACP.

Una comprensión detallada de la reacción de condensación requiere información estructural en un NRPS que incluya al menos un PCP donante, un PCP aceptor y un dominio de condensación. La estructura de holo-LgrA F1-A1-PCP1-C2-A2-PCP2 revela los PCP donantes y aceptadores acoplados a un solo dominio C (figura 3B, conformación de condensación) [22]. 29 Å separan los dos residuos de PCP Ser cargados con sus brazos PPant de 20 Å de largo. El Ser del PCP aceptante2 se encuentra a 15 Å de la His catalítica del dominio C mientras que la Ser del PCP donante1 está a 18 Å de distancia. Estas distancias son compatibles con la proximidad entre sustratos requerida para el ataque nucleofílico. Desafortunadamente, no hay densidad de electrones para los brazos de PCP PPant, por lo que la interacción detallada de los sustratos donante y aceptor no puede deducirse de esta estructura.

La vista detallada de los sustratos unidos a PCP en la conformación de condensación se puede obtener utilizando una sonda basada en mecanismos, diseñada recientemente por los grupos de Gulick y Aldrich [46]. Aunque la estructura de LgrA F1-A1-PCP1-C2-A2-PCP2 muestra que no es necesario un inhibidor para bloquear un NRPS dimodular en la conformación de condensación, esta nueva sonda química estabilizó la interacción entre el PCP donante, el PCP aceptor y los dominios C. La línea de ensamblaje de enterobactina sirvió como modelo para probar la funcionalidad de esta sonda [46]. Los autores pudieron imitar el brazo de PPant cargado con el sustrato natural del PCP donante reemplazando toda la porción de aciltioéster del sustrato por un análogo no hidrolizable que incorpora una funcionalidad cetona, evitando así la liberación del sustrato cargado. Se demostró que el cripto-PCP resultante se une al sitio donante del dominio C y estos resultados permitieron la construcción de un modelo en el que el cripto-PCP inserta su brazo PPant no natural en el túnel del donante. Los autores asumieron que la sonda de panteteína reaccionaría entonces con el sustrato aceptor natural cargado en el PCP aceptor, formando un enlace imina en lugar del enlace peptídico natural formado entre los sustratos. En esta configuración, ambos dominios PCP deben acoplarse al dominio C y unirse a través de sus brazos PPant conectados a través de un enlace de imina. Por lo tanto, esta sonda debería ayudar a estabilizar la interacción entre los dominios C y PCP durante la condensación y podría conducir a más estructuras cristalinas de NRPS bimodular bloqueadas en la conformación de condensación.

La estructura del LgrA PCP1 El dominio se ha resuelto en asociación con sus tres socios catalíticos (A1, F1 y C2 dominios, figura 3B) por lo tanto, la comparación de las tres estructuras cristalinas proporciona información sobre los cambios conformacionales que permiten al PCP1 dominio para trasladar entre sus tres socios [19,22]. Como se describió anteriormente, los grandes movimientos requeridos para que el dominio de PCP llegue a sus diferentes socios catalíticos son impulsados ​​principalmente por cambios conformacionales de la Asub subdominio que se transfieren al dominio PCP por el Asub-Engarzador rígido PCP. Al pasar de la conformación de formilación a la de condensación, el PCP1 El dominio debe cruzar 30 Å, logrado mediante una rotación de 40 ° de la Asub subdominio (compare la figura 3B, conformaciones de formilación y condensación). Del mismo modo, después de la condensación, el PCP1 El dominio debe separarse del dominio C y viajar 50 Å para regresar al dominio A1 sitio activo (compare la figura 3B, conformaciones de condensación y tiolación), lograda mediante una rotación de 150 ° de la Asub subdominio. Incluso en ausencia de estructuras que muestren el segundo módulo LgrA en la conformación de tiolación, podemos extrapolar fácilmente que los movimientos observados en el módulo 1 podrían ser similares en el módulo 2.

Curiosamente, un módulo NRPS puede iniciar un segundo ciclo catalítico antes de que se complete el primero [20]. Por ejemplo, la estructura de LgrA en la conformación de condensación (figura 3B) muestra el PCP1 dominio en la conformación de donación de péptidos mientras que el A1 El dominio está en la conformación cerrada y, por tanto, puede catalizar la adenilación [22]. Después de la adenilación, el aminoacil-AMP está fuertemente secuestrado en el sitio activo del dominio A en ausencia del PCP disponible [47, 48]. Posteriormente, el A1 El dominio puede catalizar la tiolación tan pronto como el C2 dominio tiene condensación catalizada que liberará el PCP1 dominio. Este desacoplamiento entre diferentes actividades de dominio probablemente aumenta la tasa de síntesis de NRPS.

6. Liberación del péptido unido a la proteína transportadora de peptidilo

Las estructuras de cuatro módulos de terminación que albergan un dominio TE (C-A-PCP-TE) ya están disponibles, es decir, SrfA-C, AB3403, EntF y ObiF1 (figura 2a – e) [20,28-30]. En las cuatro estructuras cristalinas, las posiciones TE son dramáticamente diferentes (figura 2anuncio), lo que sugiere que el dominio TE es muy probablemente un elemento móvil. Las imágenes EM de tinción negativa de EntF mostraron el dominio TE en varias posiciones en comparación con los otros dominios y no se observó densidad para el dominio TE en la estructura cristalina correspondiente (figura 2mi), lo que confirma que el dominio EntF TE puede adoptar múltiples conformaciones [20]. El módulo ObiF1 tiene una organización de dominio inusual, ya que el dominio TE es seguido por una proteína similar a MbtH (MLP) [30]. Curiosamente, en estas condiciones, el dominio MLP ancla el dominio TE al módulo (figura 2D). Estos elementos sugieren que la alta movilidad del dominio TE se debe a la flexibilidad del enlazador PCP-TE corto y al hecho de que, en general, ningún dominio sucesivo impone restricciones estructurales en el dominio TE final. Como ninguna de las estructuras de estos cuatro módulos de terminación reveló la interacción entre los dominios PCP y TE, se caracterizó a través de la estructura cristalina del diddominio EntF PCP-TE [49]. Los autores utilizaron un inhibidor basado en fosfopanteteinilo cargado en el dominio PCP que estabilizó la interacción transitoria entre los dominios PCP y TE [49], proporcionando así detalles de una interacción productiva PCP-TE.

7. Flexibilidad de péptidos sintetasas no ribosomales a escala supramodular, sin relación con el ciclo catalítico

Como se describe en las secciones anteriores, la flexibilidad de NRPS permite los reordenamientos conformacionales que se requieren para que el dominio de PCP interactúe con sus socios catalíticos. Entonces es legítimo preguntarse si la flexibilidad de NRPS solo está restringida a los movimientos que transportan sustratos unidos a PCP a los diferentes sitios activos de NRPS o si hay flexibilidad en la escala supramodular, no relacionada con el ciclo catalítico. En otras palabras, ¿existen reglas arquitectónicas que gobiernen las relaciones entre los módulos sucesivos, o su relación es aleatoria? Además de la estructura cristalina de LgrA bimodular, los modelos estructurales de NRPS multimodulares se derivan de técnicas de baja resolución o de la combinación de estructuras cristalinas. De hecho, en 2016, Marahiel y sus colaboradores propusieron un modelo helicoidal para un montaje hipotético NRPS de 7 módulos combinando la estructura C-A-PCP del módulo de terminación SrfA-C (figura 2B) con la estructura de módulo cruzado de PCP-C de TycC de la tirocidina sintetasa [30,50,51]. El eje helicoidal estaba ocupado por los dominios de PCP y cada módulo se giraba 120 ° con respecto al anterior.

Varias observaciones de EM indicaron que los NRPS probablemente adopten una arquitectura más flexible que el modelo helicoidal mencionado anteriormente. Una observación EM de tinción negativa temprana de un NRPS de 11 módulos fúngico, responsable de la síntesis de ciclosporina, describió esta maquinaria de 1,7 MDa como un conjunto de restos globulares, muy probablemente módulos, que podrían adoptar estructuras muy compactas o alargadas [52]. Llevó a la hipótesis de que los módulos NRPS están dispuestos como "cuentas en una cadena", lo que sugiere que una línea de ensamblaje NRPS no adoptaría ninguna arquitectura específica.

Más recientemente, el dimodular NRPS DhbF (C1-A1-PCP1-C2-A2-PCP2 + MLP) también se observó mediante tinción negativa EM [21]. A pesar de la presencia de inhibidores de AVS que limitaban su heterogeneidad conformacional, DhbF adoptó un continuo de conformaciones tan diversas como una forma alargada, una forma de L o una forma muy compacta. La mayoría de las partículas se podrían clasificar en cinco clases que diferían por las posiciones relativas del primer módulo en relación con el segundo. Por lo tanto, aunque la flexibilidad dentro de un módulo es limitada debido a la conformación estable adoptada por el didomain C-A, parece que existen pocas limitaciones a la posición que un módulo puede adoptar en relación con el adyacente. Estos datos favorecen una arquitectura irregular para los NRPS; sin embargo, el hecho de que el número de clases se limite a cinco sugiere que la arquitectura supramodular de los NRPS no es completamente aleatoria. En la estructura cristalina de la A1-PCP1-C2 módulo transversal (figura 2F,gramo), no hay densidad para el PCP1-C2 enlazador, lo que sugiere que podría ser flexible [21]. Por tanto, los movimientos del PCP1-C2 enlazador combinado con la ausencia de fuertes interacciones entre módulos podría explicar las diversas conformaciones adoptadas por el dimodular DhbF.

Las seis estructuras cristalinas dimodulares de LgrA recientes proporcionaron más pruebas de que los NRPS no adoptan una arquitectura estable única, sino unas cuantas conformaciones entre una miríada de posibilidades [22]. Un ejemplo sorprendente confirmó la flexibilidad del PCP1-C2 enlazador entre módulos. De hecho, la F1-A1-PCP1-C2-A2 La variante se cristalizó en la conformación de tiolación para el módulo 1 utilizando un inhibidor de Val-AVS y se encontraron dos moléculas en la unidad asimétrica (figura 2h-j). Dentro de estas dos moléculas, el módulo 1 es idéntico pero el módulo 2 adopta dos posiciones radicalmente diferentes. Este comportamiento da como resultado dos formas de LgrA sorprendentemente diferentes, que recuerdan las dos estructuras DhbF observadas por EM, una que es alargada y la otra en forma de L. Por lo tanto, parece que bloquear un módulo en una conformación específica no impone una conformación única en el módulo adyacente. La evidencia más convincente de que los NRPS adoptan una arquitectura flexible se obtuvo de los análisis SAXS del LgrA F1-A1-PCP1-C2-A2 construir [22]. Indicaron que las conformaciones adoptadas en las estructuras cristalinas no reflejan exactamente las conformaciones adoptadas en solución. Para estimarlos mejor, Reimer y sus colaboradores utilizaron el método de optimización de conjuntos para generar diferentes modelos que tuvieron en cuenta los parámetros de flexibilidad [53]. El conjunto generado encaja muy bien con los datos experimentales, lo que confirma la flexibilidad de LgrA. Sin embargo, no se puede excluir que la flexibilidad de LgrA es solo aparente y es un efecto de la ausencia de los otros componentes de la línea de ensamblaje. De hecho, además de LgrA, la gramicidina lineal NRPS está compuesta por otras tres proteínas [54] que podrían restringir las conformaciones que puede adoptar LgrA.

8. Observaciones finales

Los estudios estructurales y funcionales de multienzimas NRPS no se limitan a proporcionar detalles sobre la producción de metabolitos complejos, sino que también pueden aplicarse al descubrimiento de nuevos antibióticos. De hecho, los productos de estas maquinarias son a menudo esenciales para la virulencia bacteriana, por lo que apuntar a su biosíntesis es una estrategia prometedora para combatir los patógenos microbianos [6]. Por ejemplo, el resistente a múltiples fármacos Klebsiella pneumoniae utiliza varios sideróforos para la adquisición de hierro, incluidos los NRP enterobactina y yersiniabactina [55-57]. Las cepas deficientes para la producción de yersinabactina son mucho menos virulentas que las cepas de tipo salvaje [58], lo que sugiere que la maquinaria NRPS de yersiniabactina podría explorarse potencialmente como un objetivo de desarrollo antibacteriano.

Además, la reingeniería de las megaenzimas NRPS para producir nuevas moléculas médicamente relevantes es de particular interés [59,60]. Esta perspectiva existe desde el descubrimiento de la organización modular de los NRPS [61]. Hasta la fecha, ha sido difícil establecer una estrategia sencilla para rediseñar las líneas de ensamblaje de NRPS para producir péptidos artificiales, aunque se publicaron algunos informes exitosos de reingeniería [62-65]. Las estrategias clásicas que utilizan sustituciones de unidades A, C-A, PCP-C-A o módulos completos produjeron sólo una pequeña cantidad de péptido sintetizado [59,60]. Recientemente, el grupo Bode explotó con éxito una nueva estrategia de intercambio, utilizando unidades de intercambio A-PCP-C (XU) fijando los bordes de la XU dentro del enlazador de dominio flexible C y A [66]. Posteriormente mejoraron su estrategia al dividir el dominio C, colocando los bordes de la XU dentro del enlazador flexible que conecta los subdominios de aceptor N-terminal y donante C-terminal de C, produciendo CAcc-A-PCP-CDon (XU) [67]. Esta estrategia permitió a los autores producir rendimientos muy altos de péptidos NRPS novedosos, allanando el camino para nuevos enfoques biotecnológicos que podrían optimizar la producción de compuestos bioactivos novedosos a través de la ingeniería NRPS. Por lo tanto, un mayor conocimiento sobre la arquitectura supramodular de los NRPS, especialmente en lo que respecta a las regiones enlazadoras que permiten la flexibilidad de las enzimas, plantea interesantes perspectivas para la reingeniería de productos naturales.


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La nueva tecnología permite una rápida síntesis de proteínas

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Muchas proteínas son útiles como fármacos para trastornos como la diabetes, el cáncer y la artritis. La síntesis de versiones artificiales de estas proteínas es un proceso que requiere mucho tiempo y requiere ingeniería genética de microbios u otras células para producir la proteína deseada.

Los químicos del MIT han ideado un protocolo para reducir drásticamente la cantidad de tiempo necesario para generar proteínas sintéticas. Su máquina de síntesis de flujo automatizada de mesa puede unir cientos de aminoácidos, los componentes básicos de las proteínas, en cuestión de horas. Los investigadores creen que su nueva tecnología podría acelerar la fabricación de terapias bajo demanda y el desarrollo de nuevos fármacos, y permitir a los científicos diseñar proteínas artificiales incorporando aminoácidos que no existen en las células.

“Podría diseñar nuevas variantes que tengan una función biológica superior, habilitada mediante el uso de aminoácidos no naturales o modificaciones especializadas que no son posibles cuando se usa el aparato de la naturaleza para producir proteínas”, dice Brad Pentelute, profesor asociado de química en el MIT y el autor principal del estudio.

En un documento que aparece hoy en Ciencias, los investigadores demostraron que podían producir químicamente varias cadenas de proteínas de hasta 164 aminoácidos de longitud, incluidas enzimas y factores de crecimiento. Para un puñado de estas proteínas sintéticas, realizaron un análisis detallado que muestra que su función es comparable a la de sus contrapartes naturales.

Los autores principales del artículo son la ex postdoctoral del MIT Nina Hartrampf, que ahora es profesora asistente en la Universidad de Zurich, la estudiante graduada del MIT Azin Saebi y la ex asociada técnica del MIT Mackenzie Poskus.

Rápida producción

La mayoría de las proteínas que se encuentran en el cuerpo humano tienen una longitud de hasta 400 aminoácidos. La síntesis de grandes cantidades de estas proteínas requiere la entrega de genes para las proteínas deseadas en células que actúan como fábricas vivas. Este proceso se utiliza para programar células bacterianas o de levadura para que produzcan insulina y otros fármacos como hormonas de crecimiento.

"Este es un proceso que requiere mucho tiempo", dice Thomas Nielsen, director de investigación química de Novo Nordisk, quien también es autor del estudio. "Primero necesita el gen disponible y necesita saber algo sobre la biología celular del organismo para poder diseñar la expresión de su proteína".

Un enfoque alternativo para la producción de proteínas, propuesto por primera vez en la década de 1960 por Bruce Merrifield, quien luego fue galardonado con el Premio Nobel de Química por su trabajo en la síntesis de péptidos en fase sólida, consiste en unir químicamente los aminoácidos de forma escalonada. Hay 20 aminoácidos que las células vivas utilizan para construir proteínas y, utilizando las técnicas pioneras de Merrifield, se tarda aproximadamente una hora en realizar las reacciones químicas necesarias para añadir un aminoácido a una cadena de péptidos.

En los últimos años, el laboratorio de Pentelute ha inventado un método más rápido para realizar estas reacciones, basado en una tecnología conocida como química de flujo. En su máquina, los productos químicos se mezclan mediante bombas mecánicas y válvulas, y en cada paso de la síntesis general pasan por un reactor calentado que contiene un lecho de resina. En el protocolo optimizado, la formación de cada enlace peptídico lleva un promedio de 2,5 minutos y los péptidos de hasta 25 aminoácidos de largo se pueden ensamblar en menos de una hora.

Tras el desarrollo de esta tecnología, Novo Nordisk, que fabrica varios fármacos proteicos, se interesó en trabajar con el laboratorio de Pentelute para sintetizar péptidos y proteínas más largos. Para lograrlo, los investigadores necesitaban mejorar la eficiencia de las reacciones que forman enlaces peptídicos entre los aminoácidos de la cadena. Para cada reacción, su tasa de eficiencia anterior estaba entre el 95 y el 98 por ciento, pero para las proteínas más largas, necesitaban que estuviera por encima del 99 por ciento.

“La razón era que si nos volvíamos realmente buenos en la producción de péptidos, podríamos expandir la tecnología para producir proteínas”, dice Pentelute. “La idea es tener una máquina a la que un usuario pueda acercarse y poner una secuencia de proteínas, y que junte estos aminoácidos de una manera tan eficiente que, al final del día, pueda obtener la proteína que desea. . Ha sido un gran desafío porque si la química no se acerca al 100 por ciento en cada paso, no obtendrá el material deseado ".

Para aumentar su tasa de éxito y encontrar la receta óptima para cada reacción, los investigadores realizaron reacciones de acoplamiento específicas de aminoácidos en muchas condiciones diferentes. En este estudio, reunieron un protocolo universal que logró una eficiencia promedio superior al 99 por ciento para cada reacción, lo que marca una diferencia significativa cuando se vinculan tantos aminoácidos para formar proteínas grandes, dicen los investigadores.

“Si desea producir proteínas, este 1 por ciento adicional realmente marca la diferencia, porque los subproductos se acumulan y necesita una alta tasa de éxito por cada aminoácido incorporado”, dice Hartrampf.

Con este enfoque, los investigadores pudieron sintetizar una proteína que contiene 164 aminoácidos: Sortase A, una proteína bacteriana. También produjeron proinsulina, un precursor de la insulina con 86 aminoácidos, y una enzima llamada lisozima, que tiene 129 aminoácidos, así como algunas otras proteínas. La proteína deseada debe purificarse y luego doblarse en la forma correcta, lo que agrega algunas horas más al proceso de síntesis general. Todas las proteínas sintetizadas purificadas se obtuvieron en cantidades de miligramos, lo que representa entre el 1 y el 5 por ciento del rendimiento total.

Química medicinal

Los investigadores también probaron las funciones biológicas de cinco de sus proteínas sintéticas y encontraron que eran comparables a las de las variantes expresadas biológicamente.

La capacidad de generar rápidamente cualquier secuencia de proteínas deseada debería permitir un desarrollo y prueba de fármacos más rápidos, dicen los investigadores. La nueva tecnología también permite que otros aminoácidos distintos de los 20 codificados por el ADN de las células vivas se incorporen a las proteínas, ampliando en gran medida la diversidad estructural y funcional de posibles fármacos proteicos que podrían crearse.

"Esto está allanando el camino para un nuevo campo de la química medicinal de las proteínas", dice Nielsen. "Esta tecnología realmente complementa lo que está disponible para la industria farmacéutica, brindando nuevas oportunidades para el descubrimiento rápido de biofármacos basados ​​en péptidos y proteínas".

Los investigadores ahora están trabajando para mejorar aún más la tecnología para que pueda ensamblar cadenas de proteínas de hasta 300 aminoácidos de longitud. También están trabajando en la automatización de todo el proceso de fabricación, de modo que una vez que se sintetice la proteína, los pasos de escisión, purificación y plegado también se produzcan sin que sea necesaria la intervención humana.

Pentelute es cofundador de una empresa llamada Amide Technologies que ha licenciado aspectos de la tecnología de síntesis de péptidos para un posible desarrollo comercial. La investigación fue financiada por Novo Nordisk, una beca de investigación para graduados de la National Science Foundation y una beca para el decano de ciencias del MIT.


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Síntesis de proteínas

La leucina, un aminoácido de cadena ramificada, estimula la síntesis de proteínas musculares más rápido que otros aminoácidos.

Un estudio de 2016 publicado en la revista Nutrients encontró que comer proteínas inmediatamente antes de dormir puede estimular la síntesis de proteínas musculares, así como la adaptación del entrenamiento de ese día.

Uno de los detenidos se inclinó para una alimentación rectal que involucró a Asegúrese, el batido de proteínas.

En su lugar, opte por comer comidas completas con buenas fuentes de proteínas y fibra.

Las plantas verdes en etapas previas a la floración pueden contener una cantidad significativa de proteínas, pero no de grasas.

Pero, ¿es la proteína de insectos realmente mejor que las fuentes de proteínas tradicionales, como el pollo, o la proteína en polvo que prefieres?

Pero como estudiante de último año obsesionado con la nutrición en la Universidad de Brown, luchó por encontrar una barra de proteínas que realmente le gustara.

Pero donde no existe una relación entre las palabras o las ideas, es un caso de Síntesis, que se enseñará de aquí en adelante.

En tales casos, la síntesis, que se enseña a continuación, desarrolla una relación indirecta.

En lo sucesivo, a veces se recurrirá a la síntesis para conectar en nuestras mentes un evento con su fecha.

La Síntesis Recolectiva o Unificación Pensativa se usa donde no existe relación.

La prueba es simple e inofensiva si el rasguño no es demasiado profundo y si la proteína no se inyecta debajo de la piel.


Término de biología relacionado

  • Evolución - El proceso que cambia las poblaciones de organismos a lo largo del tiempo, adaptándolos al medio.
  • Inorgánico - Moléculas que contienen poco carbono, no producidas en organismos vivos.
  • Orgánico - Moléculas sintetizadas en organismos vivos que contienen muchos enlaces carbono-carbono.
  • Ribosoma - Una de las primeras máquinas celulares, capaz de producir proteínas a partir de moléculas de ARN y aminoácidos.

1. Un virus se adhiere a una célula y le inyecta ADN en una célula. Las proteínas y estructuras de la célula crean proteínas a partir del ADN, que crean más casos de ADN y proteínas virales. Actualmente, los virus no se consideran "vivos". ¿Es esto abiogénesis?
UNA. Sí, porque el virus no es un organismo vivo sino que está creando proteínas.
B. No, porque la célula sigue siendo responsable de los nuevos materiales.
C. Sí, pero solo si no hay carbono en el nuevo material.

2. ¿Cuál de las siguientes es una crítica válida de la teoría de la abiogénesis?
UNA. Los niveles de energía necesarios para producir moléculas autorreplicantes no son posibles fuera del laboratorio.
B. No podemos saber cómo era la atmósfera anterior a la Tierra.
C. Si el ARN se formara primero, no habría razón para el ADN.

3. ¿Por qué las moléculas se combinarían naturalmente en la naturaleza?
UNA. Se sienten atraídos el uno por el otro de forma natural.
B. Los productos de sus reacciones son más estables.
C. Todo lo anterior.


Ver el vídeo: From DNA to protein - 3D (Mayo 2022).