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8.3: Los efectos del pH sobre el crecimiento microbiano - Biología

8.3: Los efectos del pH sobre el crecimiento microbiano - Biología


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Habilidades para desarrollar

  • Ilustre y describa brevemente los requisitos mínimos, óptimos y máximos de pH para el crecimiento.
  • Identificar y describir las diferentes categorías de microbios con requisitos de pH para el crecimiento: acidófilos, neutrófilos y alcalófilos.
  • Dar ejemplos de microorganismos para cada categoría de requerimiento de pH.

El yogur, los encurtidos, el chucrut y los platos condimentados con lima deben su sabor picante a un alto contenido de ácido (Figura ( PageIndex {1} )). Recuerde que la acidez es función de la concentración de iones de hidrógeno [H+] y se mide como pH. Los entornos con valores de pH inferiores a 7,0 se consideran ácidos, mientras que aquellos con valores de pH superiores a 7,0 se consideran básicos. El pH extremo afecta la estructura de todas las macromoléculas. Los enlaces de hidrógeno que mantienen unidas las hebras de ADN se rompen a un pH alto. Los lípidos se hidrolizan mediante un pH extremadamente básico. La fuerza motriz del protón responsable de la producción de ATP en la respiración celular depende del gradiente de concentración de H+ a través de la membrana plasmática (ver Respiración celular). Si H+ Los iones son neutralizados por iones de hidróxido, el gradiente de concentración colapsa y perjudica la producción de energía. Pero el componente más sensible al pH de la célula es su caballo de batalla, la proteína. Los cambios moderados en el pH modifican la ionización de los grupos funcionales de los aminoácidos y rompen los enlaces de hidrógeno, lo que, a su vez, promueve cambios en el plegamiento de la molécula, promoviendo la desnaturalización y destruyendo la actividad.

Figura ( PageIndex {1} ): Las bacterias del ácido láctico que fermentan la leche en yogur o transforman las verduras en encurtidos prosperan a un pH cercano a 4.0. El chucrut y platos como el pico de gallo deben su sabor picante a su acidez. Los alimentos ácidos han sido un pilar de la dieta humana durante siglos, en parte porque la mayoría de los microbios que causan el deterioro de los alimentos crecen mejor a un pH casi neutro y no toleran bien la acidez. (crédito "yogur": modificación del trabajo de "nina.jsc" / Flickr; crédito "pickles": modificación del trabajo de Noah Sussman; crédito "chucrut": modificación del trabajo de Jesse LaBuff; crédito "pico de gallo": modificación del trabajo de “regan76” / Flickr)

El pH de crecimiento óptimo es el pH más favorable para el crecimiento de un organismo. El valor de pH más bajo que un organismo puede tolerar se llama pH de crecimiento mínimo y el pH más alto es el pH de crecimiento máximo. Estos valores pueden cubrir una amplia gama, lo que es importante para la conservación de los alimentos y para la supervivencia de los microorganismos en el estómago. Por ejemplo, el pH de crecimiento óptimo de Salmonela spp. es de 7,0 a 7,5, pero el pH mínimo de crecimiento está más cerca de 4,2.

La mayoría de las bacterias son neutrófilos, lo que significa que crecen de manera óptima a un pH dentro de una o dos unidades de pH del pH neutro de 7 (ver Figura ( PageIndex {2} )). La mayoría de las bacterias familiares, como Escherichia coli, estafilococos y Salmonela spp. son neutrófilos y no les va bien en el pH ácido del estómago. Sin embargo, existen cepas patógenas de E. coli, S. typhi, y otras especies de patógenos intestinales que son mucho más resistentes al ácido del estómago. En comparación, los hongos prosperan a valores de pH ligeramente ácidos de 5,0 a 6,0.

Los microorganismos que crecen de manera óptima a un pH inferior a 5,55 se denominan acidófilos. Por ejemplo, el oxidante de azufre Sulpholobus spp. aislados de los campos de lodo sulfuroso y las aguas termales en el Parque Nacional de Yellowstone son acidófilos extremos. Estas arqueas sobreviven a valores de pH de 2,5 a 3,5. Especies del género archaean Ferroplasma viven en drenaje ácido de minas a valores de pH de 0 a 2,9. Lactobacillus Las bacterias, que son una parte importante de la microbiota normal de la vagina, pueden tolerar ambientes ácidos a valores de pH de 3,5 a 6,8 y también contribuyen a la acidez de la vagina (pH de 4, excepto al inicio de la menstruación) a través de su producción metabólica. de ácido láctico. La acidez de la vagina juega un papel importante en la inhibición de otros microbios que son menos tolerantes a la acidez. Los microorganismos acidófilos muestran una serie de adaptaciones para sobrevivir en ambientes ácidos fuertes. Por ejemplo, las proteínas muestran una carga superficial negativa aumentada que las estabiliza a un pH bajo. Las bombas expulsan activamente H+ iones fuera de las células. Los cambios en la composición de los fosfolípidos de la membrana probablemente reflejan la necesidad de mantener la fluidez de la membrana a un pH bajo.

Figura ( PageIndex {2} ): Las curvas muestran los rangos de pH aproximados para el crecimiento de las diferentes clases de procariotas específicos de pH. Cada curva tiene un pH óptimo y valores extremos de pH en los que el crecimiento se reduce mucho. La mayoría de las bacterias son neutrófilos y crecen mejor a un pH casi neutro (curva central). Los acidófilos tienen un crecimiento óptimo a valores de pH cercanos a 3 y los alcalófilos tienen un crecimiento óptimo a valores de pH superiores a 9.

En el otro extremo del espectro se encuentran los alcalófilos, microorganismos que crecen mejor a un pH entre 8,0 y 10,5. Vibrio cholerae, el agente patógeno del cólera, crece mejor a un pH ligeramente básico de 8,0; puede sobrevivir a valores de pH de 11,0 pero es inactivada por el ácido del estómago. Cuando se trata de sobrevivir a un pH alto, el arcaico rosa brillante Natronobacterium, que se encuentra en los lagos de soda del Valle del Rift africano, puede mantener el récord a un pH de 10.5 (Figura ( PageIndex {3} )). Los alcalófilos extremos se han adaptado a su entorno hostil mediante la modificación evolutiva de la estructura de lípidos y proteínas y mecanismos compensatorios para mantener la fuerza motriz del protón en un entorno alcalino. Por ejemplo, el alcalófilo Bacilo firmus deriva la energía para las reacciones de transporte y la motilidad de un Na+ gradiente de iones en lugar de una fuerza motriz de protones. Muchas enzimas de los alcalófilos tienen un punto isoeléctrico más alto, debido a un aumento en el número de aminoácidos básicos, que las enzimas homólogas de los neutrófilos.

Figura ( PageIndex {3} ): Vista desde el espacio del lago Natron en Tanzania. El color rosado se debe a la pigmentación de los microbios alcalifílicos y halófilos extremos que colonizan el lago. (crédito: NASA)

Conceptos clave y resumen

  • Las bacterias son generalmente neutrófilos. Crecen mejor a un pH neutro cercano a 7.0.
  • Acidófilos crecer de manera óptima a un pH cercano a 3,0. Alcalófilos son organismos que crecen de manera óptima entre un pH de 8 y 10,5. Los acidófilos y alcalófilos extremos crecen lentamente o no tienen un pH cercano al neutro.
  • Los microorganismos crecen mejor en su pH óptimo de crecimiento. El crecimiento se produce lentamente o no se produce por debajo del pH mínimo de crecimiento y por encima del pH máximo de crecimiento.

Opción multiple

¿Cuáles de las siguientes son probablemente las bacterias que crecen en el drenaje de la mina a pH 1-2?

A. alcalófilos
B. acidófilos
C. neutrófilos
D. anaerobios obligados

B

Bacterias aisladas del lago Natron, donde el pH del agua es cercano a 10, ¿cuál de las siguientes es?

A. anaerobios facultativos
C. anaerobios obligados

A

¿En qué entorno es más probable que se encuentre con un acidófilo?

A. sangre humana a pH 7,2
B. un respiradero caliente a pH 1,5
C. intestino humano a pH 8,5
D. leche a pH 6,5

B

Complete el espacio en blanco

Una bacteria que prospera en un lago de soda donde el pH promedio es 10.5 puede clasificarse como un (a) ________.

alcalófilo

Lactobacillus acidophilus crece mejor a pH 4.5. Se considera un ________.

acidófilo

Respuesta corta

¿Qué macromolécula de la célula es más sensible a los cambios de pH?

¿Qué proceso metabólico en la célula bacteriana es particularmente desafiante a pH alto?

Pensamiento crítico

Las personas que usan inhibidores de bombas de protones o antiácidos son más propensas a las infecciones del tracto gastrointestinal. ¿Puede explicar la observación a la luz de lo que ha aprendido?

Contribuyente

  • Nina Parker, (Shenandoah University), Mark Schneegurt (Wichita State University), Anh-Hue Thi Tu (Georgia Southwestern State University), Philip Lister (Central New Mexico Community College) y Brian M. Forster (Saint Joseph's University) con muchos autores contribuyentes. Contenido original a través de Openstax (CC BY 4.0; acceso gratuito en https://openstax.org/books/microbiology/pages/1-introduction)


La influencia de las características del pH en la presencia de bacterias coliformes en el estrecho de Madura ☆

Uno de los tipos más comunes de bacterias que se encuentran en el océano son las bacterias gramnegativas, incluidas las bacterias coliformes. Estas bacterias se han observado regularmente en las aguas que rodean la isla de Madura. El grado de acidez (pH) es uno de los factores importantes en el crecimiento de bacterias. Esta investigación tuvo como objetivo conocer las características del pH y sus efectos sobre la aparición de bacterias gramnegativas en el Estrecho de Madura. El resultado muestra que los patrones de distribución del pH en el sitio de estudio fueron 6,9-8,3 (2012) y 6,3-8 (2013), y la supervivencia de bacterias en un ambiente ácido fue del 7.5% y en un ambiente alcalino fue del 66.11%, respectivamente.


Introducción

Figura 1. Los procariotas tienen una gran diversidad metabólica con importantes consecuencias para otras formas de vida. El drenaje ácido de la mina (izquierda) es un problema ambiental serio que resulta de la introducción de agua y oxígeno a las bacterias oxidantes de sulfuros durante los procesos mineros. Estas bacterias producen grandes cantidades de ácido sulfúrico como subproducto de su metabolismo, lo que da como resultado un entorno de pH bajo que puede matar muchas plantas y animales acuáticos. Por otro lado, algunos procariotas son esenciales para otras formas de vida. Los nódulos de la raíz de muchas plantas (derecha) albergan bacterias fijadoras de nitrógeno que convierten el nitrógeno atmosférico en amoníaco, proporcionando una fuente de nitrógeno utilizable para estas plantas. (crédito a la izquierda: modificación del trabajo de D. Hardesty, crédito del Centro de Investigación Ambiental de USGS Columbia a la derecha: modificación del trabajo de Celmow SR, Clairmont L, Madsen LH y Guinel FC)

A lo largo de la historia de la Tierra, el metabolismo microbiano ha sido una fuerza impulsora del desarrollo y mantenimiento de la biosfera del planeta. Los organismos eucariotas como las plantas y los animales suelen depender de moléculas orgánicas para obtener energía, crecimiento y reproducción. Los procariotas, por otro lado, pueden metabolizar una amplia gama de materia orgánica e inorgánica, desde moléculas orgánicas complejas como la celulosa hasta moléculas e iones inorgánicos como el nitrógeno atmosférico (N2), hidrógeno molecular (H2), iones sulfuro (S 2−), manganeso (II) (Mn 2+), hierro ferroso (Fe 2+) y hierro férrico (Fe 3+), por nombrar algunos. Al metabolizar tales sustancias, los microbios las convierten químicamente en otras formas. En algunos casos, el metabolismo microbiano produce sustancias químicas que pueden ser dañinas para otros organismos en otros, produce sustancias que son esenciales para el metabolismo y la supervivencia de otras formas de vida (Figura 1).


¿Por qué el pH es importante?

El pH es una cantidad importante que refleja las condiciones químicas de una solución. El pH puede controlar la disponibilidad de nutrientes, las funciones biológicas, la actividad microbiana y el comportamiento de los productos químicos. Debido a esto, monitorear o controlar el pH del suelo, el agua y los alimentos o bebidas es importante para una amplia variedad de aplicaciones.

Agricultura y jardinería

El suelo es un sistema complejo que involucra muchos factores diferentes que se ven afectados por el pH del suelo, como la actividad microbiana, el crecimiento de hongos, la disponibilidad de nutrientes y el crecimiento de las raíces [1].

En condiciones ácidas, muchos minerales del suelo se vuelven solubles, liberando metales tóxicos como el aluminio. Algunos nutrientes, como el fósforo y el molibdeno, se vuelven menos disponibles a valores de pH más bajos. En condiciones alcalinas (básicas), el suelo puede volverse deficiente en nutrientes como zinc, cobre, hierro, manganeso, boro y fósforo.

La mayoría de las plantas tienden a funcionar mejor en el rango de pH de aproximadamente 6,0 a 7,0, que es el rango en el que se encuentran disponibles la mayoría de los nutrientes. Sin embargo, algunas plantas prefieren condiciones más ácidas o básicas, como los arándanos (4.0-6.0) o el jacinto (6.5-7.5).

Cuando el pH del suelo está fuera del rango deseado, el pH se puede alterar agregando material ácido (por ejemplo, azufre nativo) o básico (por ejemplo, cal) al suelo. Para corregir el pH del suelo ácido mediante encalado, se debe realizar un análisis de acidez intercambiable para poder calcular la cantidad requerida de cal.

Acuicultura y ecosistemas acuáticos

El agua que tiene un pH demasiado bajo o demasiado alto puede ser perjudicial para los peces y otras formas de vida acuática. A un pH bajo, los metales tóxicos como el aluminio pueden ingresar al agua en mayores concentraciones, algunos químicos que contienen nitrógeno se vuelven más tóxicos y los procesos metabólicos de los peces pueden volverse menos eficientes. El agua con un pH inferior a 5 puede inhibir la reproducción o provocar la muerte, y los peces jóvenes y otros organismos acuáticos son especialmente susceptibles. El agua con un pH inferior a 6,5 ​​puede inhibir el crecimiento.

A valores de pH altos (como & gt9), la mayoría de los iones de amonio se convierten en amoníaco, que es tóxico para los peces. Este problema empeora con las temperaturas más altas. El agua con un pH entre 9 y 10 tenderá a inhibir el crecimiento, y el agua con un pH de 11 o superior matará a los peces.

El rango de pH de 6,5 a 9 es aceptable para la mayoría de los peces. En acuarios y otros sistemas acuáticos cerrados, es importante que el agua esté lo suficientemente amortiguada (generalmente con iones de bicarbonato y carbonato) para evitar cambios bruscos en el pH.

Tratamiento de aguas

Ya sea en el tratamiento de agua potable o aguas residuales, el pH es importante. El pH del agua potable debe estar entre 6,5 y 8,5. El agua potable con un pH bajo puede degradar las tuberías, lo que hace que metales tóxicos como el cobre y el plomo se filtren en el suministro de agua. El agua con un pH demasiado alto tiene un sabor desagradable y la eficacia de desinfectantes como el cloro disminuye.

En el tratamiento de aguas residuales (por ejemplo, aguas residuales o desechos industriales), el pH se controla para que las reacciones químicas o microbianas deseadas se desarrollen de la manera más eficiente posible. Los operadores monitorean y ajustan cuidadosamente el pH para responder a las condiciones químicas o microbiológicas cambiantes.

Mantenimiento de piscinas

Las piscinas suelen tener valores de pH en el rango de 7,2 a 7,8. Si el pH es demasiado alto, la efectividad del desinfectante con cloro se vuelve demasiado baja, lo que hace que la piscina se vuelva susceptible al crecimiento de algas y evita que mate efectivamente virus y bacterias. Si el pH es demasiado bajo, el agua se vuelve irritante para los ojos y la nariz y puede corroer el yeso o las superficies metálicas.

Industria de alimentos

En la industria alimentaria, el pH se mide para comprobar la calidad, controlar la actividad microbiana, controlar el sabor y otras propiedades y prolongar la vida útil de los alimentos. En la leche, se prueba el pH para detectar impurezas o infecciones. El pH también se ve afectado por la amargura de la leche y la maduración de la nata, y el pH determina si el queso será blando o duro. El pH de la crema también determina si la mantequilla será agria o dulce. Para la producción de yogur, el pH de la leche cultivada se mantiene bajo para mantener un entorno deseable para la actividad microbiana adecuada.

El pH de los alimentos también se utiliza para controlar su calidad. Por ejemplo, un pH demasiado alto puede indicar carne degradada.

Para muchos alimentos, el pH debe mantenerse dentro de un rango estrecho para que los alimentos se puedan conservar por un período más largo. Por ejemplo, la masa para hornear pan se acidifica para prolongar la vida útil del pan, al igual que las salsas como la mayonesa. Cuando se envasan alimentos con bajo contenido de ácido (con pH & lt 4.6), se debe tener especial cuidado para matar las esporas bacterianas porque pueden crecer cuando el pH es superior a 4.6, lo que puede causar botulismo.

Elaboración de cerveza y vinificación

De manera similar a otros procesos que involucran actividad microbiana, el pH afecta muchos aspectos diferentes del proceso de elaboración de la cerveza. En particular, el pH del macerado controla el comportamiento de varias enzimas utilizadas en la elaboración de cerveza, y debe estar entre 5,3 y 5,8 para la mayoría de macerados.

El pH del vino debe mantenerse a un nivel bajo para evitar que las bacterias lo degraden. Los vinos de pH más bajo tenderán a madurar más lentamente y serán menos susceptibles al deterioro. El pH del vino también afecta su sabor, ya que los vinos más ácidos tienden a ser secos. Los valores de pH de los vinos suelen oscilar entre 3,0 y 4,0, y los vinos blancos tienden a tener valores de pH más bajos que los vinos tintos.


Materiales y métodos

Muestras de terreno

La capa superior del suelo de nueve CKS preindustriales en Haplic o Albic Luvisol (IUSS Working Group WRB, 2014) ubicados dentro del cinturón de loess belga se muestrearon en abril de 2012. En los sitios de estudio, las precipitaciones medias anuales varían entre 864 y 937 mm, mientras que la media la temperatura anual varía entre 9,6 y 10 & # x000B0C. De acuerdo con la clasificación WRB, la textura del suelo se definió como limo o franco limoso (IUSS Working Group WRB, 2014). Cuatro sitios estaban ubicados en bosques (Hardy et al., 2016) y cinco en tierras de cultivo (Hardy et al., 2017a), en áreas que habían sido deforestadas para el cultivo después de la producción de carbón vegetal. Debido a que el material parental (depósito de loess) es idéntico en los nueve sitios, asumimos que el uso de la tierra era el principal factor de formación del suelo que diferenciaba las tierras de cultivo de los sitios forestales. Los suelos forestales muestreados son todos muy ácidos, incluso en presencia de carbón vegetal, que difiere marcadamente de los suelos de las tierras de cultivo que con frecuencia se encalan y tienen valores de pH cercanos a neutros. Para cada sitio, las propiedades del suelo del horizonte organomineral (A) del CKS se compararon con las del suelo de referencia directamente adyacente. Para los sitios de tierras de cultivo, las muestras de suelo se tomaron hasta la profundidad de la capa de arado (0 & # x0201325 cm) en su lugar, similar a los suelos de referencia y de horno. Para los sitios forestales, se muestreó la profundidad total del horizonte A, que es hasta 40 & # x0201350 cm de profundidad para los horizontes A ricos en carbón en CKS, mientras que los horizontes Ah se limitaron a los 5 a 10 cm superiores para los suelos de referencia.

Propiedades físico-químicas del suelo

El pH del suelo se midió en agua (pH-H2O) y en KCl 1 M (pH-KCl) en una relación de masa suelo: solución de 1: 5. Los contenidos de C y N elementales se midieron mediante combustión seca (vario MAX, Elementar). El contenido de C inorgánico se midió mediante el método del calcímetro de presión modificada en submuestras finamente molidas (& # x0003C200 & # x003BCm) (Sherrod et al., 2002). El contenido de C inorgánico fue siempre nulo o por debajo del límite de detección (& # x0003C0,2 g kg & # x022121). Por lo tanto, se consideró que el C total correspondía al C orgánico total (COT), que incluye el C-carbón. La CIC potencial se determinó por percolación de acetato de amonio 1 M (tamponado naturalmente a pH 7) en columnas de suelo (Metson, 1956). El amonio se desorbió con una solución de KCl 1,33 M y se midió mediante colorimetría (ISO7150 / 1). Se midieron Ca 2 & # 43, Mg 2 & # 43, K & # 43 y Na & # 43 intercambiables en el extracto mediante espectroscopía de emisión atómica de plasma acoplada inductivamente (ICP-AES 6500 duo, Thermo Scientific). Calculamos la saturación de bases del suelo como la relación entre la suma de Ca 2 & # 43, Mg 2 & # 43, K & # 43, y Na & # 43 intercambiables y la CIC. El P disponible para las plantas se extrajo con una solución de acetato de amonio 0,5 M y EDTA a pH 4,65 a una relación de masa suelo: solución de 1: 5 (Lakanen y Ervi & # x000F6, 1971), y los extractos se analizaron mediante ICP-AES .

Cuantificación del contenido de carbón vegetal

Se utilizó calorimetría diferencial de barrido (DSC) para determinar el contenido de carbón-C y SOC sin carbonizar en el suelo. La metodología de cuantificación del carbón vegetal-C es detallada por Hardy et al. (2017a). Brevemente, se escanearon entre 15 y 25 mg de suelo molido a polvo con un DSC 100 (TA Instruments) bajo un flujo de 50 ml min & # x022121 de aire sintético desde la temperatura ambiente a 600 & # x000B0C, a una velocidad de calentamiento de 10 & # x000B0C. min & # x022121 (Leifeld, 2007). La fracción de contenido de carbón vegetal se determinó con base en la altura de tres picos derivados de la combustión del carbón vegetal en relación con el pico principal resultante de la combustión de materia orgánica no carbonizada (Leifeld, 2007). Antes del análisis, los suelos forestales se tamponaron a pH 7 mediante equilibrio con acetato de amonio 1 M (tamponado naturalmente a pH 7) y luego se saturaron con Ca 2 & # 43 mediante agitación en una solución de CaCl 1 M2. Este pretratamiento tenía como objetivo desprotonar la mayoría de los ácidos carboxílicos presentes en la superficie del carbón y saturar los aniones carboxilatos con Ca 2 & # 43. Hardy y col. (2017b) mostró que la presencia de Ca disminuye la estabilidad térmica de la fracción rica en O del carbón vegetal. Esto evita que los picos se superpongan, lo que de otro modo sesgaría la cuantificación del contenido de BC. Las muestras de suelo agrícola se escanearon sin preparación preliminar porque su pH-H2O ya estaba cerca de neutral, y porque ya estaban casi saturados con Ca 2 & # 43, ya que se encalaban con frecuencia.

Experimento de incubación

Para cada muestra, se pesaron 120 g de suelo seco tamizado a 2 mm en cilindros de acero de 100 cm3, cerrados por una membrana porosa de nailon en el fondo. Los núcleos del suelo se saturaron mediante la adición de agua desmineralizada y luego se dejaron en un recipiente a presión hasta que se alcanzó un pF de 2,5, que corresponde aproximadamente a la capacidad de campo para un suelo no perturbado. El equilibrio duró 2 semanas. A continuación, cada suelo rehumedecido se dividió en tres submuestras de tamaños similares que se incubaron en frascos herméticos de 500 ml durante 138 días en una habitación climática, a una temperatura constante de 20 ° C. Seguir CO2 emisiones a lo largo del tiempo, se colocó un recipiente abierto con 25 ml de NaOH 0,5 M en el centro de cada frasco, para atrapar el CO2. La conductividad eléctrica (EC) de la solución de NaOH disminuye linealmente con la cantidad de CO2 consumido y se midió después de 3, 5, 10, 17, 24, 31, 38, 45, 52, 61, 68, 75, 90, 97, 115, 124 y 138 días para determinar la cantidad de CO emitido2 del suelo (Rodella y Saboya, 1999). Para cada medición de CE, los frascos se dejaron abiertos para permitir la renovación del aire del espacio de cabeza. Calculamos que O2 El consumo entre dos mediciones nunca superó el 10% del volumen total de O2 en el frasco, lo que garantiza que O2 no era deficiente para la respiración microbiana. Las incubaciones se detuvieron a los 138 días porque, en el día 68, el patrón de CO2 las emisiones del suelo habían alcanzado una tasa constante y se tomó una muestra de una alícuota de cada núcleo del suelo para el análisis de PLFA.

Biomasa microbiana y estructura comunitaria

Las alícuotas de triplicados del mismo suelo se combinaron para limitar el número de mediciones de PLFA a una para cada suelo. Inmediatamente después del muestreo de los frascos de incubación, los suelos se liofilizaron y almacenaron a & # x0221280 & # x000B0C. Durante el transporte, las muestras liofilizadas se mantuvieron frías en hielo seco. Los PLFA se extrajeron en el Departamento de Gestión de Suelos de la Universidad de Gante, según el procedimiento descrito en detalle por Sleutel et al. (2012), con la excepción de que introdujimos una cantidad conocida de 1,2-dihenarachidoil-sn-glicero-3-fosfocolina (C21: 0 PC Avanti Polar Lipids Inc.), un estándar PLFA ausente del suelo, para probar si el La presencia de carbón vegetal disminuye la eficiencia de extracción de PLFA, como se observó para biocarros frescos (Gomez et al., 2014). Se agregaron treinta & # x003BCg de C21: 0 PC a cada muestra antes del inicio de la extracción de PLFA (Gomez et al., 2014). Asumimos que el carbón vegetal interactúa de manera similar con C21: 0 PC y con PLFA presente de forma natural en el suelo.

Brevemente, se mezclaron 4 g de suelo liofilizado con 3,6 ml de tampón fosfato (pH 7,0), 4 ml de cloroformo y 8 ml de metanol. Después de la centrifugación, los fosfolípidos en la solución del sobrenadante se separaron de los neutros y los glicolípidos mediante elución secuencial de cloroformo y acetona en columnas de sílice (Chromabond, Macherey-Nagel GmbH, D & # x000FCren, Alemania). Los fosfolípidos se recuperaron con metanol y se saponificaron para obtener ácidos grasos. Estos se secaron, se disolvieron en una mezcla de metanol: tolueno y se transformaron en ésteres metílicos de ácidos grasos mediante metilación con KOH metanólico 0,2 M. La concentración de biomarcadores PLFA se determinó mediante cromatografía de gases-espectroscopia de masas (GC-MS) con un Thermo Focus GC combinado con un Thermo DSQ cuadrupolo MS (Interscience BVBA) en modo de ionización electrónica. Las concentraciones de PLFA en el suelo proporcionan información cuantitativa sobre la biomasa microbiana total y la estructura de la comunidad microbiana. Consideramos que los PLFA iC15: 0, aC15: 0, iC16: 0, iC17: 0 y aC17: 0 eran representativos de bacterias Gram-positivas (G & # 43) y PLFA C16: 1 & # x003C97c, C18: 1 & # x003C97c y cyC17: 0 para bacterias Gram-negativas (G-). Los PLFA C15: 0, C17: 0 y cyC19: 0 se consideraron marcadores de bacterias generales, y los PLFA 10MeC16: 0 y 10MeC18: 0 como marcadores de actinomicetos. Los PLFA C18: 2 & # x003C96,9c, C18: 1 & # x003C99c, C18: 2c9,1 y C18: 3c9,12,15 se consideraron indicadores de hongos, y los PLFA C20: 4 & # x003C96,9,12,15c y C20: 5 & # x003C93,6,9,12,15c de protozoos (Sleutel et al., 2012).


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Pruebas de pH en el tratamiento de aguas residuales

El pH del medio ambiente tiene un efecto profundo en la tasa de crecimiento microbiano. El pH afecta la función de las enzimas metabólicas. Las condiciones ácidas (pH bajo) o las condiciones básicas (pH alto) alteran la estructura de la enzima y detienen el crecimiento. A la mayoría de los microorganismos les va bien dentro de un rango de pH de 6,5 a 8,5. Sin embargo, algunos sistemas de enzimas pueden tolerar pH extremos y prosperarán en ambientes ácidos o básicos. Los hongos, por ejemplo, se desarrollan bien en un ambiente ácido. La mayoría de las bacterias y protozoos, sin embargo, crecen mejor en ambientes neutros (pH 7). El pH anormal o irregular en los procesos de tratamiento biológico puede resultar en una disminución significativa en la tasa de eliminación de compuestos orgánicos del medio ambiente, lo que afectará las mediciones de la demanda bioquímica de oxígeno (DBO).

Muchas plantas deben controlar el pH del efluente de su proceso dentro de un rango aceptable antes de que se mezcle con biomasa en la Cuenca de Estabilización Aireada (ASB) o en el Sistema de Lodo Activado. Incluso la exposición a corto plazo (exposición que dura menos de un minuto) a un pH extremo provoca una destrucción microbiana significativa. Algunos afluentes (efluentes de proceso) están ligeramente en el lado básico con pH entre 9,0 y 10,5. Debido a que las bacterias generan CO2 (un gas ácido) como subproducto del metabolismo, autorregularán el pH hasta cierto punto, siempre que el pH no sea tan severo como para detener por completo el metabolismo de las bacterias.

El pH se aproxima a la concentración de iones de hidrógeno en una solución. El valor de pH es el logaritmo negativo (base 10) de la concentración de iones H + en la solución. En el laboratorio, el pH se mide mediante medición electrométrica del pH, que es la determinación de la actividad de los iones de hidrógeno mediante medición potenciométrica utilizando un electrodo de hidrógeno estándar y un electrodo de referencia. La sonda de pH se coloca en la muestra (mientras se agita) y el número se registra una vez que las lecturas se han estabilizado. Debido a que está en una escala logarítmica, se necesitará diez veces más ácido o base (cáustico) para subir o bajar el pH dos unidades que para subirlo o bajarlo una unidad. Por ejemplo, si se necesitan 10 galones de un ácido en particular para bajar el pH de un influente de 10 a un pH de 9, se necesitarán 100 galones para bajarlo de un pH de 10 a un pH de 8.


5 factores que afectan la comunidad microbiana en el suelo | Microbiología

Los principales factores externos que influyen en la comunidad microbiana del suelo son: 1. Humedad del suelo 2. Químicos orgánicos e inorgánicos 3. Materia orgánica del suelo 4. Tipos de vegetación y sus etapas de crecimiento 5. Diferentes estaciones.

Factor # 1. Humedad del suelo:

La humedad está presente en forma de película en los poros del suelo. La cantidad de agua aumenta con el aumento de la porosidad del suelo. El tamaño de los poros depende de la textura del suelo, es decir, la composición de arena, limo y arcillas. Además, la humedad del suelo se ve afectada por prácticas de riego, drenaje o manejo como la labranza o la rotación de cultivos que mejoran la ingesta y transmisión de agua por el suelo.

Factor # 2. Químicos orgánicos e inorgánicos:

The chemicals are very important for microorganisms as these provide nutrition for growth, activity and survival of microorganisms in ecologically deficient niches in soil. The chemical factors are gases, acids, micro- and macro-elements, clay minerals, etc. In the soil solution gases (oxygen, methane and carbon dioxide), and microorganisms are dissolved.

However, the dissolved components are in constantly shifting equilibrium with the solid phase, soil air, and moisture as well as with soil organ­isms and plant root activity. It has been found that low potassium and high nitrogen favour cotton wilt by Fusarium vasinfectum.

Soil-borne fungi are sen­sitive to pH. As a result of pH range for vigour and growth, they are more destructive at acid and neutral at alkaline conditions.

For example, Plasmodiophora brassicae favours best in acid soil, and the disease produced by it is uncommon or mild in soil of pH more than 7.5. Acidophilic natives of Trichoderma viride increased in soil on addition of sulphur, carbon disulphide, and methylbromide due to lowering down of pH to about 4.0.

Factor # 3. Soil Organic Matter:

The dead organic material of plant and animal origin serve as total soil organic matter which later is subjected to microbial colonization and decomposition. However, upon incorporation of green manures, crop residues, etc. in soil, the community size of microorganisms gets increased.

At the same time application of these organic matter alters the composition of soil micro­flora, microfauna, and relative dominance of antagonistic bacteria, actinomycetes, fungi, amoebae, etc.

Factor # 4. Types of Vegetation and its Growth Stages:

The dominance of one or the other groups is related to the type of vegetation and growth stages of a plant. Dubey and Dwivedi (1988) found an increased population of fungi in the non-rhizosphere and rhizosphere of soybean according to season and growth stages, respectively (Table 30.2).

In the rhizosphere aspergilli, fusaria and penicillia were dominant in addition to the other fungal species. However, frequency of Macrophomina phaseolina and Neocosmospora vasinfecta increased on rhizoplane with onset of senescence.

This selective action of plants is attributed to microbial response either to specific root-exudates or chemical constituents of sloughed-off tissues that undergo decomposition. Moreover, Mueller (1985) determined the incidence of fungi and bacteria occurring in the roots of six soybean cultivars growing in fields cropped for 3 years either with corn or soybean.

Cropping history affected the recovery of M. phaseolina, Phomopsis spp. and Trichoderma spp. but not Fusarium spp. or Gliocladium roseum. Recovery of Trichoderma spp. was greater following com than following soybean. After death of the plant soil saprophytes colonize rapidly, thus total spectrum of microflora in the rhizosphere is changed.

Factor # 5. Different Seasons:

The amount of plant available nutrients is governed by the number and activity of microorganisms. They remain in constant dynamic state in soil where microbial community is greatly influenced by physicochemical and biological factors. Changes in microbial community are known in soils of tropical, sub-tropical and temperate regions.

Shail and Dubey (1997) have studied the seasonal changes in microbial community (bacteria and fungi) and species diversity in fungi in banj-oak and chir-pine forest soils of Kumaon Himalaya in relation to edaphic factors. Maximum number of fungal taxa and average number of bacteria and fungi (per gram soil) were recorded in rainy season and minimum in summer season from both the soils (Table 30.3).

Table 30.3 : Seasonal changes in average number of fungi and bacteria per gram dry soil in banj-oak and chir-pine forest soils of himalaya.


Resultados y discusión

Geochemical properties of soils in the studied area

Anions and exchangeable cation concentrations, pH values, and CEC at both sites are summarized in Table 1. The soil from site 1 (lodging area of Jiri National Park) had an acidic pH of 5.2, while that from site 2, which was located close to the metropolitan city of Busan, was almost neutral (pH 7.7), which is in the optimal range (pH 6–8) required for microbial growth (Maier and Pepper 2009). The pH value of soil affects the solubilities of chemicals by influencing ionization degrees (Maier and Pepper 2009). It should be added that the pH values at the two sited mentioned above are integrated results due to numerous interactions between cations and anions in the soil solution (Fierer and Jackson 2006). Just the large difference in pH values at the two sites implies that the geochemical environment of both sites differed. As has been reported by others (Fierer and Jackson 2006 Lauber et al. 2009), we presumed that pH played a definite role on the diversities and compositions of bacterial community.

The total concentration of anions at site 1 was greater than at site 2. In particular, the concentration of NO3 − , which can be utilized immediately by microbes and plants, was much higher at site 1 (12.7 cmol/kg) than at site 2 (0.04 cmol/kg). For total exchangeable cations (Ca 2+ , Mg 2+ , K + , Na + ), their summed concentration at site 1 was almost the same as that at site 2 (Table 1). CEC, a measure of the capacity of soils and organic colloids to remove cations from solution, varies depending on the type of soil, and its value increases in line with the decomposition rate of organic matter by microorganisms (Alexander 1977). At the time of the sampling in November of 2012, the sites were already densely covered by litter to be degraded by microbes determined values of CEC to an extent reflect the decomposing of organic matter (leaves).

The CEC of 30.7 meq/100 g determined for soil from site 1 indicates relatively better conditions for microbial growth than at site 2 (13.0 meq/100 g). According to Maier and Pepper (2009), the average of CEC of soils range from 15 to 20 meq/100 g, and that CEC values of <15 meq/100 g leads to low nutrient levels in soil because of a reduced capacity to retain cations and essential nutrients, such as NO3 − and PO4 3− . Other factors, such as soil particle size, water, and nutrient availability not investigated in this study, might also have influenced the soil environment in various, but not fully explored, ways, as reported by others (Cookson et al. 2007 Brons and van Elsas 2008 Hartman et al. 2008 Will et al. 2001 Han et al. 2008). Particle size might change chemical properties by changing adsorption affinities (Maier and Pepper 2009). For example, small particle soil (silt and clay) allow more diverse microbial inhabitants than large particle. In terms of dominant bacterial groups related to particle size, bacteria belonging to the phylum Acidobacteria and the genus Prosthecobacter sp. (phylum Verrucomicrobia) were found to be more diverse in soils with small particles, whereas α-Proteobacteria dominated in large particle soils (Sessitsch et al. 2001). In addition, the availabilities of nutrients and organic matter also strongly influence bacterial abundances and diversities (Smit et al. 2001 Hartman et al. 2008 Will et al. 2001 Han et al. 2008).

Metales pesados

Of the eight heavy metals detected in this study, Cr 6+ and Hg were almost undetectable (less than 0.0001 mg/kg) at both sites. Addressing the remaining six metals in decreasing order, Zn was detected at the highest concentration at both sites, although its value at site 1 (47.26 mg/kg) was lower than at site 2 (58.43 mg/kg). Pb and Ni were present at site 1 at slightly higher concentrations (19.43 and 13.27 mg/kg vs. 13.04 and 11.44 mg/kg), which was unexpected. Cu had concentrations of 11.67 and 14.25 mg/kg at sites 1 and 2, respectively. As had concentrations of 4.64 and 5.11 mg/kg, respectively, and Cd had concentrations of 0.40 and 1.35 mg/kg, respectively. So the concentrations of heavy metals, with the exception of Pb and Ni, were higher at site 2 than in soil from the Korean National Park (site 1), as depicted in Fig. 2. It has been reported that heavy metals can not only inhibit microbial growth and activity but also shift bacterial populations from heavy metal non-resistant to resistant populations over time (Kelly et al. 1999 Roane and Pepper 2000). Kelly and coworkers (1999), in a laboratory investigation on the effects of a Zn smelter on microbes, added 6000 mg/kg of Zn to soil, and 15 days later found Zn level in soil had reduced to 4660 mg/kg, which was ascribed to adsorption on the surfaces both of soil and microbes (Lee et al. 2008), and that cultured bacteria (isolates) had reduced by 87 %. However, over the course of the experiment, it was found that the bacterial composition had changed from a non-resistant to a resistant population. In addition, contamination by Cd or Pb at concentrations of 5–55 mg/kg and 75–1660 mg/kg, respectively, reduced of bacterial numbers by up to 1 %. Accordingly, it would appear the relatively low concentration of heavy metals found at both sites was insufficient to have affected microbial growth. However, the slightly higher heavy metal levels at site 2 might have had a negative effect on the dynamics of the bacterial community.

The concentration of heavy metals in soils sampled from site 1 and site 2

Moreover, in accord with the abovementioned results concerning the geochemical property of soils, the number of heterotrophic bacteria/fungi was higher at site 1 than at site 2 (Table 2). In the site 1 soil sample, numbers of heterotrophic bacteria (HPC) which is considered as an indicator of easily degradable organic compounds (Maier and Pepper 2009) were more than ten times greater than that at site 2.

Taken all together, the geochemical environment at site 1 seems to be more favorable for microbial growth than that at site 2. Because of the greater heterogeneity of soil per se that was revealed from millimeters of a micro scale, the so-called micro-environment (Madigan et al. 2010 Schramm et al. 1998 Hartman et al. 2008), maybe up to a continental scale, soil investigations are very time-demanding and costly, as compared with similar investigation on water or air. Nevertheless, overall but precise knowledge regarding the physico-geochemical properties of soil gathered through sophisticated methods is an important prerequisite to the understanding of its microbiological characteristics.

Comparison of bacterial compositions at the two sites

From the 7614 retrieved sequences, 344 chimeric sequences were removed using ChimeraSlayer (Haas et al. 2011) to avoid misreading, and the remaining 7270 classifiable sequences were analyzed by pyrosequencing (Table 3). For checking the validity of data used in this study, rarefaction curves, which were generated using the relationship between the OTU numbers and the sequence reads, were created using mothur output (data not shown) (OTU clustering, mothur (version 1.27.0). (http://www.mothur.org), CD-HIT-OTU (http: //weizhong-lab.ucsd.edu/cd-hit-otu/). Accessed 29 Aug 2013). Based on the rarefaction curve, the numbers of reads obtained were sufficient to assess the bacterial diversity at both sites.

Bacteria at both sites were affiliated with 12 phyla across the entire data set. Regarding the bacterial diversity observed on the phylum level in Table 4, with the exception of unclassified (1.4 %), the 1428 classifiable sequences retrieved from site 1 were distributed widely to 11 different phyla, while those for site 2 belonged to only six phyla. Three phyla, Proteobacteria (site 1 49.2 %, site 2 21.8 %), Actinobacteria (site 1 21.8 %, site 2 29.8 %), and Cyanobacteria (site 1 9.8 %, site 2 17.5 %) dominated both sites. The next most abundant phylum, Planctomycetes (7.2 %), at site 1 was not observed at site 2, whereas Bacteroidetes, which is regarded as a typical inhabitant of soil (Madigan et al. 2010 Lauber et al. 2009 Will et al. 2001), was much more abundant at site 2 (site 1 0.5 %, site 2 24.3 %,). Acidobacteria, known as bacteria occurring frequently in not only acidic soil but in all kinds of soil (Smit et al. 2001 Lauber et al. 2009 Will et al. 2001 Han et al. 2008), accounted only for a small proportion at both sites (site 1 2.7 %, site 2 1.1 %). On the other hand, somewhat unexpectedly, Cyanobacteria made up high proportion (site 1 9.8 %, site 2 17.5 %) at both sites. In a study on the bacterial diversity based on 16S rDNA clone from Korean acidic pine (pH 4.1) and oak wood (pH 5.3) soil, Proteobacteria was found to be the most dominant, followed by Firmicutes, Acidobacteria, Actinobacteria, Bacteroidetes, Verrucomicrobia, and Planctomycetes, but not Cyanobacteria (Han et al. 2008). In a loamy sand soil with a little acidic pH (5.5–6.5), Brons and van Elsas (2008) observed the bacterial community by clone analysis and found Cyanobacteria in a minor proportion.

In agreement with studies by others (Madigan et al. 2010 Brons and van Elsas 2008 Han et al. 2008), Proteobacteria, the most abundant phylum in soil, composed almost half of total bacteria at site 1, and of the classes of this phylum, Alpha(α)·Beta(β)·Gamma(γ)·Delta(δ)·Zeta(ζ)·Epsilon(ε)-Proteobacteria, the first three classes α·β·γ-Proteobacteria dominated with proportions of 28.7, 5.3, and 13.6 % at site 1, while those at site 2 accounted for 18.3, 5.2, and 2.0 %, respectively (Fig. 3). In a comprehensive study, bacterial composition based on the analysis of 287,933 sequences obtained from soil across the large spatial scale revealed that the phyla Proteobacteria, Acidobacteria, Bacteroidetes, Verrucomicrobia, and Planctomycetes dominated, but in different proportions depending on soil characteristics and geographical location (Madigan et al. 2010).

Difference in bacterial composition on class level obtained from soils at site 1 and site 2. Their relative abundance was assessed by grouping the OTUs derived from 16S rDNA retrieved from each soil. Based on classifiable sequences, the OTUs were determined from the mothur clustering. Others are the sum of minor classes which individually show a relative abundance of less than 3 %

Agricultural use of land also causes changes in bacterial diversity and composition (Smit et al. 2001 Will et al. 2001). Smit et al. (2001) analyzed the bacterial community in a wheat field using a cultivation-based method and by analyzing 16S rDNA clone sequences and found that high GC Gram-positive bacteria were mainly detected by a cultivation-based method and not by clone analysis. Instead, based on clone analysis, Acidobacteria Proteobacteria, Nitrospira, Cyanobacteria, and green sulfur bacteria dominated, and they were found to be more evenly distributed. This result demonstrates the limitation of the cultivation-based method. Moreover, the abundance of γ-Proteobacteria, which is regarded as a fast growing bacteria in nutrient-rich environment like Pseudomonas sp. (Smit et al. 2001), was unexpectedly greater at site 1 than at site 2 (Fig. 4), which was probably due to litter decomposition. It was reported that plant root showed a selective effect towards γ-Proteobacteria (Marilley and Aragno 1999), which comprise the majority of fast growing decomposer for easily degradable substrates (Madigan et al. 2010). In addition, the phylum Elusimicrobia, previously known as “Termite Group 1” and occurring in various environments (Herlemann et al. 2007), was present in a lower proportion at site 1 (1.2 %), but not at site 2 (Table 4).

A Venn diagram showing the distribution of phylotypes identified on order level by 16S rDNA pyrosequencing from soils at site 1 and site 2. There were only two orders, Burkholderiales and Rhizobiales, belonging to β-Proteobacteria and α-Proteobacteria, respectively, at both sites

Differences between the bacterial compositions at the two sites became clearer when the distribution of phylotypes were examined on the order level using a Venn diagram, as shown in Fig. 4. To make the Venn diagram, orders which represented less than 3 % of relative abundance were discarded. Only two orders, Burkholderiales and Rhizobiales, were found at both sites. The common order Burkholderiales belongs to β-Proteobacteria and was found in similar proportions at both sites (Fig. 4). The other order Rhizobiales belongs to α-Proteobacteria and includes genus Rhizobium that is able to fix nitrogen and is associated with the roots of legumes (Madigan et al. 2010). El genero Rhizobium is a typical soil inhabitant in the rhizosphere, which is considered a nutrient-rich niche (Marilley and Aragno 1999). Rhizobiales constituted a high proportion at both sites [site 1 18.2 %, site 2 10.3 % (Fig. 4)]. At site 2, bacteria belonged to three different orders, Acidobacteriales, Clostridiales, and Sphingomonadales, whereas at site 1, seven different orders were identified (Actinomycetales, Caulobacterales, Legionellales, Planctomycetales, Rhodospirillales, Solirubrobacterales, Xanthomonadales). Based on our assessment of the bacterial community, it could be concluded that the soil ecosystem at site 1 may have a higher degree of bacterial diversity than at site 2. Of course, the degree of variability resulted from phylogenetic assemblages does not reflect degree of functional or ecological diversity. Therefore, more detailed studies, including its functional capability, are needed to determine why these bacteria are present in given soil.

Status of bacterial communities as evaluated using different indices

Originally, the diversity index was developed to assess diversity and stability of plant and animal communities (Kennedy and Smith 1995), but nowadays it is also used in bacterial community (Smit et al. 2001 Liang et al. 2011 Han et al. 2008 Hwang et al. 2014). In the present study, the Shannon-Weaver index and the reciprocal of Simpson index were used to assess diversity, and the Margalef and Pielou indices were used to assess richness and evenness (Kennedy and Smith 1995). As shown in Table 3, the index of diversity refers to the number of different phylotypes, the index of richness refers to the abundance of the same phylotype, and the index of evenness refers to how close in numbers phylotypes are to each other in the bacterial community. The numbers were much higher for site 1, even showing an acidic pH (5.2).

This implies that at site 1 bacterial communities, which act primarily as decomposers, were more diverse than at site 2. Accordingly, it would appear that nutrient cycling, which is achieved by the interactions between many types of microbes, would be smoother at site 1 than at site 2 (Cookson et al. 2007 Hartman et al. 2008 Will et al. 2001). As compared with the results obtained for bacterial diversities in Korean mountain pine and oak woods, for which the Shannon-Weaver index was estimated to fall in a range of from 3.42 to 3.63 (Han et al. 2008), our results (site 1 4.76, site 2 2.65) show that in terms of bacterial biodiversity, the soil ecosystem at site 1 was more stable than that at site 2.


8.3: The Effects of pH on Microbial Growth - Biology

Abstracto

The objective : The objective of my project was to discover the effect that liquids of different acidities would have on the growth of bacteria found on raw meat. It was predicted that the stronger the acid, the more the growth of the bacteria would be inhibited.

Methods/Materials

Petri dishes were prepared with an agar-broth mixture. Six different solutions, water, vinegar, 0.5 normal HCl, 1 normal HCl, pure lemon juice, and lemon juice diluted with an equal part of water, were prepared, and their pH measured.

Pieces of chicken, each approximately 1 cubic centimeter, were placed in each liquid for two minutes.

The chicken pieces were then removed, and each one rubbed over the surface of a Petri dish. Other pieces of chicken not dipped in any solution, were also rubbed against the surfaces of five Petri dishes, for comparison.

The Petri dishes were then sealed. After four days, the lids were removed from the Petri dishes, and the percent of surface area covered in visible bacteria colonies was measured.

Resultados

There were no visible bacteria colonies on the surfaces of the Petri dishes rubbed with chicken dipped in 1 normal HCl, while the 0.5 normal HCl showed the next least amount of bacteria growth.

The Petri dishes rubbed with chicken dipped in pure lemon juice had a larger amounts of bacteria than those rubbed with chicken dipped in diluted lemon juice and vinegar.

The Petri dishes rubbed with chicken dipped in water grew the most bacteria out of the chicken dipped in any solution, while the Petri dishes rubbed with chicken not dipped in anything had the most bacteria.

Conclusions/Discussion

My conclusion is that stronger acids tend to inhibit bacterias growth, unless there is another affecting factor, such as the sugar in the lemon juice, which seems to have affected the speed at which the bacteria grew.

This project is a study of the effect that different acidic solutions have on the growth of bacteria found on raw chicken.


Supplemental Information

Cuadro S1

Citizen science identifiers include participant letter code (A–T), Left (L) versus Right (R) armpit, day 2 or day 5 sampling, product category (Anti, antiperspirant Deod, deodorant None, no product use), and Female (F) versus Male (M). Cells shaded gray correspond to data from the pit that was not used for downstream sequence analysis. Participants reported how many times they showered during the study reported per week along the top.


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