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¿Qué fracción de proteínas bacterianas están unidas a la membrana?

¿Qué fracción de proteínas bacterianas están unidas a la membrana?


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Almen et al. mostró que alrededor del 27% de las proteínas codificantes humanas están unidas a la membrana. ¿Cómo se compara esto con bacterias como E. coli o B. subtilis (o cualquier otra bacteria)? ¿Hay algún documento que demuestre esto?

Supongo que habría una variación masiva entre las bacterias, por lo que, aunque un ejemplo específico sería suficiente como un estadio de béisbol, espero que esto no represente bien a todas las bacterias.


Como proxy para preguntar qué proteínas bacterianas están unidas a la membrana, podemos preguntar qué proteínas albergan dominios transmembrana. Una herramienta popular para detectar dominios transmembrana es TMHMM, que busca hélices transmembrana en secuencias de proteínas utilizando un modelo de Markov oculto.1

Para E. coli cepa K12, UniProt informa 4.391 secuencias de proteínas correspondientes a genes únicos. De estas, TMHMM predice que 1.072 proteínas tienen al menos 1 hélice transmembrana (24,4%) y 775 proteínas tienen 2 o más hélices transmembrana (17,6%). Ampliando este análisis al E. coli pan proteoma, que contiene 165,127 secuencias de proteínas no redundantes, TMHMM predice que 28,369 proteínas tienen al menos 1 hélice transmembrana (17.2%) y 16,105 proteínas tienen 2 o más hélices transmembrana (9,8%).

Para B. subtilis cepa 168, UniProt informa 4.260 secuencias de proteínas correspondientes a genes únicos. De estas, TMHMM predice que 1.175 proteínas tienen al menos 1 hélice transmembrana (27,6%) y 845 proteínas tienen 2 o más hélices transmembrana (19,8%). Al observar el pan proteoma de esta especie, que contiene 18.046 secuencias de proteínas no redundantes, TMHMM predice que 3.967 proteínas tienen al menos 1 hélice transmembrana (22,0%) y 2.463 proteínas tienen 2 o más hélices transmembrana (13,6%).

El agotamiento relativo de las proteínas que contienen el dominio transmembrana en los genomas pan de ambas especies en relación con sus genomas de referencia podría indicar una desviación funcional de los genomas accesorios hacia proteínas que tienen menos probabilidades de estar asociadas a la membrana, como los factores de virulencia específicos de la cepa, genes de resistencia a antibióticos, proteínas de fagos integrados y proteínas implicadas en el metabolismo específico de un nicho.2,3 Además, el enriquecimiento relativo de proteínas que contienen dominios transmembrana en B. subtilis en comparación con E. coli podría reflejar las diferentes composiciones de la membrana de las bacterias Gram positivas y Gram negativas, aunque es difícil decirlo sin muestrear más especies.

Una advertencia importante para TMHMM: los segmentos transmembrana predichos en la región N-terminal son a veces solo péptidos señal. Es probable que los péptidos señal aparezcan como dominios transmembrana únicos, por lo que también he informado de la fracción de proteínas con 2 o más hélices transmembrana, anteriormente. Un análisis más completo puede ejecutar los mismos conjuntos de proteínas a través de SignalP 4 y realizar referencias cruzadas de los aciertos de TMHMM para identificar proteínas que contienen dominios transmembrana que también contienen péptidos señal.

Tenga en cuenta que la publicación citada de Almen et al. utiliza TMHMM y hace referencia directa a los resultados del documento TMHMM original,1 que informa sobre la abundancia de proteínas transmembrana en los proteomas de varias especies.

Uno de los artículos más referenciados sobre el porcentaje de proteínas de membrana en los proteomas es de 2001, donde se aplicó el método de predicción de la topología de la membrana TMHMM en una serie de proteomas de diferentes especies para estimar el contenido de proteínas de la membrana, por ejemplo, Caenorhabditis elegans (31%), Escherichia coli (21%) y Drosophila melanogaster (20%).


  1. Krogh A, Larsson B, von Heijne G, Sonnhammer EL. Predicción de la topología de proteínas transmembrana con un modelo de Markov oculto: aplicación para completar genomas. J Mol Biol. 19 de enero de 2001; 305 (3): 567-80.
  2. Kung VL, Ozer EA, Hauser AR. El genoma accesorio de Pseudomonas aeruginosa. Microbiol Mol Biol Rev. Diciembre de 2010; 74 (4): 621-41.
  3. Álvarez VE, Quiroga MP, Galán AV, Vilacoba E, Quiroga C, Ramírez MS, Centrón D. Papel crucial del genoma accesorio en la trayectoria evolutiva de Acinetobacter baumannii Clon global 1. Microbiol frontal. 18 de marzo de 2020; 11: 342.
  4. Nielsen H, Brunak S, von Heijne G. Enfoques de aprendizaje automático para la predicción de péptidos señal y otras señales de clasificación de proteínas. Eng de proteínas. Enero de 1999; 12 (1): 3-9.

Unión entre la región par de los plásmidos R1 y pSC101 y la fracción de la membrana externa de la bacteria huésped.

Se investigó la unión entre el ADN plasmídico par + y par a diferentes fracciones de membrana de Escherichia coli. Se aisló material de membrana de células que llevaban diferentes derivados Par + y Par- de los plásmidos R1 y pSC101 y se fraccionó en una fracción de membrana externa y una citoplasmática. La presencia de ADN plasmídico en las dos fracciones de membrana se midió mediante la traducción de la muesca del ADN unido a la membrana, seguida de la hibridación por filtración a ADN homólogo, o por la hibridación por filtración del ADN unido a la membrana a la traducción de la muesca homóloga purificada ADN plasmídico. El ADN de los derivados par de los plásmidos R1 y pSC101 solo se pudo detectar en la fracción de la membrana citoplasmática, mientras que el ADN del plásmido par + correspondiente también apareció en el material de la membrana externa, lo que indica una unión específica entre los loci de partición R1 y pSC101 y la membrana externa bacteriana. . A continuación, el experimento se modificó mediante el fraccionamiento del material de la membrana de las células que portaban híbridos entre el vector pSF2124 y la región par o la región del replicón básico del plásmido R1. El ADN de las fracciones de la membrana se hibridó por filtración con sondas traducidas por muescas. De nuevo, la región par + provocó la hibridación con el material de la membrana externa. Por lo tanto, podemos concluir que la partición controlada implica la unión del ADN al material de la membrana que tiene la misma densidad que la membrana externa de la bacteria huésped. Este hallazgo ofrece un "ensayo" bioquímico para estudios de la biología molecular del reparto de plásmidos.


Clase 14: Localización de proteínas

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Tópicos cubiertos: Localización de proteínas

Instructores: Dra. Claudette Gardel

Lección 10: Biología Molecular.

Clase 11: Biología Molecular.

Lección 12: Biología Molecular.

Clase 13: Regulación genética

Clase 14: Protein Localiz.

Clase 15: ADN recombinante 1

Clase 16: ADN recombinante 2

Clase 17: ADN recombinante 3

Clase 18: ADN recombinante 4

Clase 19: Ciclo / Signo celular.

Clase 26: Sistema Nervioso 1

Clase 27: Sistema Nervioso 2

Clase 28: Sistema Nervioso 3

Clase 29: Células Madre / Clon.

Clase 30: Células Madre / Clon.

Clase 31: Médico Molecular.

Clase 32: Evolucion Molecular.

Clase 33: Médico Molecular.

Clase 34: Polimorfo humano.

Clase 35: Polimorfo humano.

Buenos dias. Buenos dias. Hoy voy a hablar sobre esto, esta es la lección 14 y voy a hablar sobre la localización de proteínas.

Algunos de ustedes recordarán que a principios del semestre caminaba con este cabestrillo. Y para ayudarme a escribir en la pizarra, aunque es este brazo, hice una presentación en PowerPoint de la mayoría de las cosas que habría escrito en la pizarra. Y para su facilidad y comodidad, esta presentación de PowerPoint se publicará en línea para que no tenga que escribir todo en mis diapositivas. Así que simplemente siéntese. Y escribiré algunas cosas en la pizarra, para que puedas escribirlas.

está bien. Así que ahora han oído hablar del dogma central del profesor Eric Lander y han oído hablar de la regulación genética el viernes pasado.

Aquí hay algo con lo que está familiarizado, esta imagen que muestra el dogma central.

El ADN se replica en ADN. Esta es la replicación. Replicación.

El ADN se traduce, perdón, se transcribe a ARN.

Transcripción. Y el ARN se traduce en proteína.

Dogma central. ¿Dónde ocurre esto? ¿Dónde ocurre la replicación en una célula? Núcleo. Bueno.

¿Dónde ocurre la transcripción en una célula? Núcleo.

Escuché núcleo. Eso es correcto. ¿Y dónde ocurre la traducción? Citoplasma. Ah, y sin embargo, sabemos que estos procesos requieren proteínas para realizarlos.

está bien. Acaba de describir dónde ocurren estos procesos en una célula eucariota. Digamos que eres una bacteria.

En las bacterias, ¿dónde se produce la replicación, la transcripción y la traducción?

¿Dónde? Citoplasma. está bien. Así que ahora hemos hecho que las bacterias parezcan muy simples. Pero no son tan simples. Así que echemos un vistazo aquí.

Aquí hay una célula bacteriana. Dibujé lo que podría ser E.

coli. Tengo una membrana exterior, una membrana interior y el espacio intermedio es el perisplasma. Ahora, aquí está su cromosoma circular. Transcribí algún gen a un ARN y un ribosómico se activó y formó una proteína que está en el citoplasma.

Sin embargo, algunas proteínas se localizan en la membrana interna, otras se localizan en el periplasma y algunas se localizan en la membrana externa, y otras en realidad se exportan completamente fuera de la célula. Aún más complicada es una proteína eucariota, porque no solo tiene una membrana plasmática donde se localizan las proteínas. Tiene un montón de orgánulos. Está el núcleo y hay mitocondrias y hay retículo endoplásmico y aparato de Golgi.

Y también traduce el ARN por ribosomas en el citoplasma.

Entonces, ¿cómo regresan estas proteínas al núcleo o entran en las mitocondrias o entran en los orgánulos? Entonces, lo que vamos a hacer en las próximas diapositivas es seguir el proceso, debido a que son muy similares en bacterias y células eucariotas, de cómo las proteínas llegan a la membrana y cómo salen de la célula.

Y luego volveré y hablaré sobre cómo las proteínas entran en algunos de los orgánulos. Déjame mostrarte cuáles son algunas de las proteínas.

Entonces, un ejemplo de una proteína citoplasmática en bacterias es la beta galactosidasa. Has oído hablar de eso.

Descompone la lactosa. Está en el citoplasma. Y un ejemplo de una proteína de membrana es un receptor de lactosa.

La permeasa lacY que se encuentra en la superficie de la célula introduce lactosa. Un ejemplo de una proteína totalmente secretada es una toxina.

Por ejemplo, el bacillus anthracis produce la toxina del ántrax.

Se exporta completamente desde la celda. En una célula eucariota hay un montón de proteínas citoplasmáticas. Están todas las enzimas glucolíticas. Y, por ejemplo, las enzimas de aminoácidos biosintéticos como las enzimas de síntesis de histidina, son citoplasmáticas. Para una proteína de membrana existen receptores, como el receptor de insulina, una hormona, una hormona peptídica o receptores del factor de crecimiento, cada receptor que está unido a la membrana. Y una proteína totalmente secretada.

Algunas células, como las células pancreáticas, secretan insulina.

Algunas células, como algunas de sus células inmunitarias, secretan anticuerpos.

está bien. Por lo tanto, no estaba claro cómo estas proteínas producidas citoplasmáticamente, proteínas que se produjeron en el citoplasma, llegaron a esta ubicación.

Y la persona que trabajó en esto fue George Palade.

Y esto fue en los años cincuenta. Y estudió las células pancreáticas porque son secretadoras maestras. Y fue capaz de perfeccionar su técnica microscópica. Y pueden ver aquí que esto es una célula pancreática. Este es un retículo endoplásmico tachonado de ribosomas. Estas son las mitocondrias.

Este es el núcleo. Aquí hay otra foto que tomó.

Y aquí está el retículo endoplásmico rugoso salpicado de ribosomas.

Aquí está el aparato de Golgi. Y luego están como pequeñas vesículas.

Así que hizo este experimento en el que decidió que pulsaría las proteínas de marcaje a medida que se sintetizaban en un páncreas, directamente en un páncreas. Entonces, lo que hizo fue inyectar aminoácidos radiactivos directamente en el páncreas de los hámsters.

Supongo que podría dibujar un pequeño hámster aquí. E inyectó directamente isótopos radiactivos.

Y lo que está haciendo es que estos aminoácidos radiactivos se incorporarán a las proteínas a medida que se traducen, y puede seguir la población de proteínas recién traducidas a través de la célula. Entonces inyecta a los hámsteres los aminoácidos radiactivos.

Y luego, en varios momentos, agrega, también inyecta glutaraldehído.

Entonces, primero la etiqueta, luego el glutaraldehído. Y lo que hace es arreglar las células en sus pistas. Lo que sea que esté haciendo la célula, simplemente se detiene. Y le quita el páncreas y mira las células. Esto arregla las células.

Tom, no sé qué está pasando aquí. ¿No podemos usar esto, Tom? Está bien. Simplemente lo está haciendo por sí solo. ¿Tiene algo de tiempo?

Oh. Está bien. Entonces, lo que encontró fue en los primeros momentos, ahora, lo que hice, hice esto, ¿de acuerdo? No vio el amarillo. Lo que hice fue agregar amarillo a su diapositiva original para mostrarles en el momento más temprano en que encontró la etiqueta asociada con el retículo endoplásmico. En el siguiente momento, encontró la etiqueta asociada con el aparato de Golgi. Y luego, incluso en momentos posteriores, encontró la etiqueta en las vesículas secretoras.

Así que esta es mi representación de lo que encontró.

Así que aquí hay una célula, un núcleo, una mitocondria.

En los primeros momentos, la etiqueta estaba en la sala de emergencias seguida por el Golgi.

Yo no hice eso. Sí, sácalo.

Seguido de vesículas. No funciona. está bien.

Lo siento por eso. Lo siento. Así que ganó un premio Nobel por este trabajo porque es el camino que todavía se mantiene vigente en la actualidad.

Ahora, ganó el Premio Nobel en el 74. Y en esa época, tal vez en el 71, otro científico llamado Cesar Milstein estaba trabajando en inmunología.

Y lo que hizo fue fusionar una célula cancerosa con una célula que secretaba anticuerpos constantemente, por lo que terminó teniendo una célula productora de anticuerpos inmortalizada. Y estaba investigando y haciendo análisis in vitro. Y descubrió que los anticuerpos que se producían in vitro eran más largos que los que realmente salían de la célula. Entonces propuso que hubiera un extremo N-terminal. Miró y vio que el extremo N era diferente y propuso que posiblemente se escindiría al exportarlo. ¿OK? Y así es, ganó un premio Nobel, no por este trabajo sino por su trabajo en inmunología.

Y esto también era correcto. Y esto es de su conferencia, conferencia Nobel. Dice síntesis in vitro de cadenas ligeras de inmunoglobulina, eso es lo que estaba haciendo, para nuestro deleite nos encontramos con la observación inesperada de la existencia de un precursor biosintético de cadena ligera. Experimentos posteriores nos llevaron a proponer que la secuencia N-terminal adicional era una señal para el transporte vectorial a través de la membrana durante la síntesis de proteínas.

Esta fue la primera evidencia que indicó que la señal para la secreción era un segmento N-terminal que se escindió rápidamente tras la síntesis de proteínas.

está bien. Así que ahora había un alumno de Palade. Fue un estudiante de posdoctorado. Su nombre era Guther Blobel.

Y vio este experimento en 1971. Y pensó, ¿cómo sabemos que no es un artefacto de la ciencia in vitro? Bueno, ¿cómo sabes que los ribosomas no solo están esperando al principio del mensaje?

Quizás por eso es una proteína más larga. Y no lo compró.

Así que quería seguir adelante con esto. Y lo hizo a la manera de Palade. Entonces, lo que hizo fue tomar un tubo de ensayo y agregó un mensaje para la proteína exportada, los ribosomas y los ARNt cargados. Y cuando digo ARNt cargados me refiero a ARNt que tienen aminoácidos unidos. Entonces, si agrega esas tres cosas a un tubo de ensayo, encontrará que se produce una proteína. Entonces añadió microsomas. ¿Qué son los microsomas?

está bien. Vamos a pausar esto.

Ahora, les dije lo que descubrió Palade. Descubrió que las proteínas se vieron por primera vez en el RE rugoso en la luz. Este es el lumen de aquí. Aquí es donde observó por primera vez la radiactividad.

Ahora, si se toma el retículo endoplásmico y se lo comparte, se forman pequeñas vesículas diminutas, pequeñas vesículas con ribosomas en el exterior. Y se llaman microsomas para cosas pequeñas. Microsomas. Y son esencialmente pequeñas vesículas de retículo endoplásmico rugoso. Entonces, cuando Blobel agregó al mismo tubo de ensayo que tenía el ARN, los ribosomas, el ARNt.

Cuando añadió microsomas, descubrió que la proteína todavía estaba en el sobrenadante. No se encontró proteína en el lumen de los microsomas.

Entonces pensó, está bien, necesita algo.

Déjame ir a extraer algo del citoplasma.

Y extrajo muchas fracciones. Y agregó estas fracciones citoplasmáticas. Y descubrió que una facción en realidad podía hacer que el péptido ingresara al microsoma. Y si agregaba esta fracción al final de la reacción, la proteína nunca entraría en la luz del microsoma. Pero si agregaba la fracción tarde, quiero decir, perdón, temprano, si agregaba la facción temprano, ellos entrarían. Así que permítanme resumir. Entonces mensaje ribosomas, tRNA, encuentras proteína en el sobrenadante. Mensaje ribosomas, ARNt, más microsomas, proteína en el sobrenadante, no en los microsomas.

Agrega una fracción que funciona a veces, pero si se agrega tarde, la proteína está en el sobrenadante. Pero si agrega esa fracción temprano, la proteína está en el lumen de los microsomas. Entonces interpretó este resultado como que había una secuencia de aminoácidos al comienzo de una proteína exportada. Y eso es reconocido por un complejo que estaba en la fracción. Este complejo es necesario para llevar la proteína a la luz del ER. Y para llegar al lumen del RE, la proteína tiene que estar apenas comenzando a traducirse.

Ahora, dado que no todas las proteínas tienen el mismo extremo N-terminal, Blobel afirmó, como Milstein, que cualquiera que fuera la secuencia, más tarde se escindiría. Y ganó un Premio Nobel por esto en 1999. Y no fue solo por esto, porque siguió adelante y realmente descubrió todo el camino.

En las próximas diapositivas les mostraré lo que discernió.

Sin embargo, una cosa que quiero señalar es que el experimento que hizo fue heterólogo. Entonces, el extracto provino del germen de trigo, los microsomas provienen del perro y, sin embargo, aún funcionó. Y tenía razón porque esta vía es universal. Y déjame mostrarte lo universal. Se usa en bacterias y se usa en células eucariotas.

Así que aquí hay una bacteria, está traduciendo un mensaje.

Aquí está la señal que comienza a traducirse, es una proteína exportada.

Lo mismo, en el citoplasma se está haciendo de nuevo una secuencia señal. Y aquí hay un vistazo de cerca a la secuencia de señales. Tiene unos 20 aminoácidos de longitud.

Tiene un par de cargas positivas en su extremo N-terminal.

En el medio hay alrededor de siete a doce aminoácidos hidrofóbicos variables. Y esto se llama secuencia de señales. Bien, echemos un vistazo a lo que sucede. está bien. Ahora estamos en el citoplasma de una célula eucariota. Aquí hay una secuencia de señal que emerge de un ribosoma aquí. Lo que lo reconoce es SRP.

Así es como llamó a su complejo de partículas de reconocimiento de señales.

Entonces SRP se une a la secuencia de señal. Y, si recuerda, lo lleva a Urgencias para que lo traduzcan. Aquí hay una foto de la sala de emergencias.

Y hay una proteína de acoplamiento o receptor SRP. Entonces, el SRP se une a la proteína de acoplamiento, trae consigo la secuencia de señal que está adherida al ribosoma, que está adherida al mensaje. Adyacente a la proteína de acoplamiento hay un translocón que es un canal compuesto por proteínas. El ribosoma aparece en el translocón. El SRP se aleja flotando. Y observe que la secuencia de señales está en la membrana, perdón, comienza a entrar a través de la membrana y se reanuda la traducción.

La secuencia señal es escindida por una señal peptidasa dentro del RE, escinde la señal y continúa la traducción.

Y si es una proteína completamente secretada, está completamente internalizada dentro de la luz del RE y aparece el ribosoma.

Si se trata de una proteína de membrana, la señal se vuelve a escindir, se reanuda la traducción y luego se incrusta en la membrana.

Y entonces voy a cerrar esto, de lo contrario, continuará por sí solo aquí. Entonces, si es una proteína de membrana, ¿qué tiene? Tiene un tramo transmembrana.

Quizás hayas visto esto antes en conjuntos de problemas. Entonces es un tramo transmembrana.

O dominio transmembrana. Tiene unos 20, 22 aminoácidos de largo.

Puede que sean 30 tal vez. Entonces diremos de 20 a 25 aminoácidos de residuos hidrófobos.

Es una secuencia de parada de transferencia. Detenga la transferencia por atravesar una membrana ER. Lo ancla en la membrana.

Si esta parte es el lumen de la sala de emergencias aquí mismo, entonces este es el citoplasma.

está bien. Así es como se ven las membranas y las proteínas de este tipo. Ahora, como pueden ver aquí, está en la membrana. Está incrustado en la membrana.

Y dibujé una proteína de membrana diferente aquí porque esta proteína se abrirá camino hacia el lado más alejado del retículo endoplásmico. ¿OK? Como la proteína totalmente secretada también funcionará a su manera. En el retículo endoplásmico, los azúcares se agregan a estas proteínas. Entonces, cuando llegan al otro lado, se convierten en pequeñas vesículas de transporte.

¿OK? Entonces, aquí está la proteína citoplasmática completamente dentro del lumen de la vesícula. Aquí está la proteína de membrana incrustada en la membrana de la vesícula. Y si recuerdas la secuencia de Palade, la siguiente parada es el Golgi. Entonces, la cabeza se dirige al Golgi, se unen, se fusionan y lo que estaba incrustado en la membrana todavía está incrustado en la membrana. Y la proteína totalmente secretada está dentro del lumen del Golgi. Aquí se modifican los azúcares. Les puse pequeños moños. Y trabajan allí hasta el otro lado del Golgi, donde se desprenden nuevamente en vesículas secretoras.


Interacciones membrana-proteína en la señalización celular y el tráfico de membranas

▪ Resumen La investigación de la última década ha revelado que muchas proteínas citosólicas se reclutan en diferentes membranas celulares para formar interacciones proteína-proteína y lípido-proteína durante la señalización celular y el tráfico de membranas. El reclutamiento en la membrana de estas proteínas periféricas está mediado por un número creciente de dominios modulares dirigidos a la membrana, incluidos dominios C1, C2, PH, FYVE, PX, ENTH, ANTH, BAR, FERM y tubby, que reconocen moléculas lipídicas específicas en las membranas. . Los estudios estructurales de estos dominios dirigidos a la membrana demuestran cómo reconocen específicamente sus ligandos lipídicos afines. Sin embargo, los mecanismos por los cuales estos dominios y sus proteínas del huésped se reclutan e interactúan con varias membranas celulares solo están comenzando a desentrañarse con estudios computacionales recientes, estudios de unión a membranas in vitro utilizando membranas modelo y estudios de translocación celular utilizando proteínas etiquetadas con proteínas fluorescentes. . Esta revisión resume el progreso reciente en nuestra comprensión de cómo la cinética y la energía de las interacciones membrana-proteína se regulan durante el direccionamiento de la membrana celular y la activación de las proteínas periféricas.


Paisajes energéticos del plegamiento OMP in vitro

Desde la década de 1980, los experimentos, las simulaciones y la teoría han llevado a la opinión de que los paisajes energéticos en forma de embudo representan mejor los mecanismos de plegamiento de proteínas (Fig.3), con la profundidad y el ancho de los pozos en el paisaje correspondientes a la energía y la entropía conformacional. , respectivamente [96,97,98]. La tensión entre la conexión covalente entre los residuos de aminoácidos y el impulso de minimizar la energía libre de contacto entre cada átomo conduce a la frustración en el paisaje [99]. Las regiones frustradas en las proteínas conducen a una mayor rugosidad en el panorama de la energía de plegamiento y, por lo tanto, los estados intermedios atrapados cinéticamente se vuelven poblados. Más de 25 años de trabajo sobre el plegamiento de OMP de desnaturalizantes en membranas lipídicas o micelas de detergente in vitro han demostrado que los OMP se pliegan en paisajes energéticos complejos y accidentados [29,101 ,, 30, 100-102]. Los primeros trabajos sobre el plegamiento de OmpA in vitro sugirieron una vía secuencial que implica la formación rápida de un estado colapsado, seguido de la absorción de la membrana y la posible inserción parcial en la membrana de las horquillas β [103, 104]. Sin embargo, el plegamiento de OMP puede ser más complejo que una ruta secuencial simple. Por ejemplo, también se han propuesto vías de plegado paralelas para OmpA [53, 105], FomA [69, 106] y PagP [107], dependiendo de las condiciones de plegado, como el pH, la naturaleza del lípido / detergente y la relación lípido: proteína. Un análisis global reciente de la cinética de plegado de tOmpA (el dominio transmembrana de OmpA) en bicapas de diferentes espesores, monitoreado por dicroísmo circular (CD) y SDS-PAGE, sugirió un modelo secuencial, con desvíos a estados mal plegados fuera de la ruta [ 108] (denominada 'vía predeterminada con errores opcionales' [109]). Este estudio reveló intermedios con un contenido de hoja β más alto que el del estado nativo, que los autores proponen puede deberse a la formación transitoria de cadena β por los bucles extracelulares al pasar a través de la membrana [108]. De acuerdo con este punto de vista, los experimentos in vivo recientes han demostrado que el ensamblaje de BamA requiere un bucle extracelular (L6) para ser enterrado dentro del dominio de barril β de nueva formación [110]. Un modelo en el que los bucles hidrófilos se colocan en cilindros OMP plegables para ayudarlos a atravesar la membrana hidrófoba también podría explicar cómo se evita que los lípidos entren en el lumen del cilindro [110].

Panorama energético hipotético para el plegado OMP sin asistencia. los superficie verde sobre el izquierda representa las conformaciones de OMP que pueden formarse en ruta hacia el estado nativo. Las interacciones intramoleculares no nativas y / o las interacciones con la membrana pueden provocar irregularidades en el paisaje. La superficie de la derecha muestra algunas posibles conformaciones de OMP autoasociadas, que pueden conducir a la formación de agregados ordenados de tipo amiloide o desordenados. Cómo los factores de plegamiento en la celda influyen en este paisaje sigue siendo una pregunta abierta. La cadena polipeptídica OMP y la membrana se muestran en rojo y azul, respectivamente

La evidencia experimental disponible sugiere un mecanismo concertado para el plegamiento de OMP in vitro, en el que el paso de plegado final y la inserción de la membrana ocurren al mismo tiempo. Los experimentos de extinción de fluorescencia mostraron que las cuatro horquillas β del barril de OmpA cruzan la bicapa simultáneamente [111], y se observaron cinéticas similares para la formación de la estructura secundaria y terciaria de OmpA (observada por CD y SDS-PAGE fría, respectivamente) en el plegado dentro diC12:0Liposomas de PC (DLPC) [112]. De acuerdo con esto, se forma al menos una estructura parcial en las ocho cadenas β de PagP en su estado de transición de plegado [55]. Además, los experimentos de intercambio de hidrógeno-deuterio (HDX), que monitorearon el plegamiento de OmpX en micelas de detergente, encontraron que la tasa de formación de enlaces de hidrógeno era la misma entre todas las cadenas β y sincronizada con la formación de la estructura terciaria [113].

Las OMP también pueden autoasociarse en sus estados acuosos desplegados [114], y pueden poblar dímeros y trímeros plegados y desplegados durante los experimentos de plegado [115], así como especies con pesos moleculares aparentes más altos [108], lo que agrega mayor complejidad al seguimiento de los experimentos. Mecanismos de plegado OMP. El requisito de que las secuencias OMP contengan residuos polares y no polares alternos que tengan una alta propensión a formar agregados ordenados [116] favorece la formación de estados mal plegados fuera de la ruta. De hecho, de forma similar a la α-helicoidal MP LacY [117], se ha demostrado que OmpA forma fibras de tipo amiloide in vitro en ausencia de acompañantes [118]. Como las especies de proteínas fibrilares pueden asociarse con toxicidad celular [119, 120], esto destaca la importancia de las chaperonas para prevenir la formación de agregados en el plegamiento de OMP (Fig. 3).

Los estudios in vitro han destacado la importancia del entorno de la membrana en la cinética de plegado e inserción de las OMP [101, 121]. Las bicapas que son más fluidas, más delgadas, contienen más cadenas insaturadas y tienen una mayor tensión de curvatura mejoran las tasas de plegamiento de OMP y los rendimientos [30,122,123 ,, 33, 112, 121-124]. Las propiedades de la bicapa también afectan la estabilidad termodinámica de OMP, un estudio encontró que el aumento de la tensión de curvatura, al sustituir C16:0C18:1Lípidos PC (POPC) para C16:0C18:1PE (POPE) en liposomas formados a partir de POPC que contienen una fracción molar de C al 7,5%16:0C18:1PG (POPG), aumentó la estabilidad de OmpA. Por el contrario, la sustitución de POPC por lípidos de PC de cadena más corta (como diC10:0PC) disminución de la estabilidad [50]. Los estudios in vitro también han comenzado a explorar la influencia de las chaperonas [105, 125, 126] y los componentes de la proteína BAM [127,128,129,130,131,132] en el plegamiento de OMP in vitro. Un resultado clave de estos estudios es que cuando E. coli Los lípidos nativos polares se utilizan para crear liposomas, existe un requisito de factores de plegamiento celular para ayudar al plegamiento de OMP [33, 127, 128], racionalizando la conservación de estos factores de plegamiento a través de especies bacterianas [133,134,135].


Todo cambia para las proteínas de la membrana externa bacteriana.

El descubrimiento de cómo un grupo de bacterias se adapta rápidamente a las condiciones cambiantes de crecimiento podría tener implicaciones para el desarrollo futuro de antibióticos, según una investigación de la Universidad de Oxford y la Universidad de York.

Dirigida por el profesor Colin Kleanthous en Oxford y el Dr. Christoph Baumann en York, la investigación que también involucró a colaboradores clave Mark Sansom en Oxford y Jacob Piehler en la Universidad de Osnabr & uumlck, se publica en Naturaleza.

Las bacterias gramnegativas son una de las principales causas de enfermedad, en parte porque tienen una membrana externa robusta que protege contra el sistema inmunológico y ciertos antibióticos. Pueden vivir en una amplia gama de entornos, que para E. coli incluye el agua de los ríos, así como los seres humanos y los animales.

Las bacterias tienen intrincados mecanismos reguladores para garantizar que tengan el complemento adecuado de proteínas de la membrana externa, conocidas como OMP, para un hábitat en particular. Pero se sabe poco sobre cómo se reemplazan las OMP en la membrana externa cuando las bacterias se adaptan a los cambios en sus condiciones de crecimiento.

La nueva investigación describe cómo las bacterias pueden cambiar las proteínas en su membrana externa y cómo esto está íntimamente relacionado con el proceso de inserción de proteínas en la membrana.

Los investigadores rastrearon cómo las colicinas, toxinas producidas por algunas cepas de E. coli - se abren camino hacia las bacterias a través de receptores OMP específicos. Usando microscopía de fluorescencia de una sola molécula, notaron que los receptores unidos a la colicina se comportaban de manera inusual en la membrana.

"Pasamos muchos años tratando de averiguar qué podría estar causando que los receptores se comporten de esta manera, como si algo los encajonara", explicó el profesor Kleanthous.

Los investigadores descubrieron que cientos de receptores se agrupan en la membrana externa en estructuras que llaman "islas OMP", lo que provoca el efecto de "encajonamiento".

Los científicos replicaron el comportamiento aparentemente complejo de las OMP en bacterias gramnegativas utilizando proteínas purificadas en un sistema de membrana artificial en el que encontraron que las OMP tienen una tendencia natural a autoasociarse.

Las islas OMP contienen una importante máquina molecular que es responsable de la inserción de nuevas OMP en la membrana. "No nos sorprendió encontrar la maquinaria de inserción OMP en las islas, pero fue completamente inesperado descubrir que esta maquinaria se apaga a medida que madura la membrana externa", explicó el Dr. Baumann, del Departamento de Biología de York. Aunque la razón de esto no está clara, es una parte importante del nuevo mecanismo, ya que significa que los OMP 'antiguos' y 'nuevos' no se entremezclan.

Los investigadores encontraron que las OMP viejas se empujan a los extremos de una célula en crecimiento a medida que se insertan nuevas OMP en la región central de la célula. Después de dos divisiones de celda, aparecen celdas que no tienen ninguno de los OMP originales. En términos simples, una bacteria como E. coli puede cambiar la capa de proteína de su membrana externa en solo dos generaciones.

El profesor Kleanthous y el Dr. Baumann creen que su trabajo de colaboración en curso, que comenzó cuando el primero era miembro del Departamento de Biología de York, tendrá un gran impacto en nuestra comprensión de la membrana externa bacteriana.

"Ofrece muchas nuevas vías de investigación y también sugiere nuevos objetivos potenciales para el desarrollo de antibióticos, por ejemplo, la interrupción de las islas OMP", dijeron.


Proteínas de la cubierta de la membrana: las bacterias también las tienen

Although they are present almost everywhere, on land and sea, a group of related bacteria in the superphylum Planctomycetes-Verrucomicrobia-Chlamydiae, or PVC, have remained in relative obscurity ever since they were first described about a decade ago. Scientists at the European Molecular Biology Laboratory (EMBL) in Heidelberg, Germany, have discovered that these poorly-studied bacteria possess proteins thought to exist only in eukaryotes -- organisms whose cells have a nucleus.

Their findings, featured on the cover of the January 20 edition of Biología PLoS, could help to unravel part of the evolutionary history of eukaryotic cells such as our own.

In eukaryotes, the endomembrane system is a network of membrane-bound compartments which stores and transports material within the cell. These compartments, which include organelles such as the endoplasmic reticulum and the Golgi complex, also exchange portions of membrane with each other, by forming and absorbing vesicles. Scientists believed that membrane-bound compartments were unique to eukaryotic cells, and that membrane-coat proteins, which have a unique architecture and are associated with the endomembrane system, existed only in eukaryotes. Recently, however, membrane-bound compartments were observed in PVC bacteria.

In the new study, researchers in the group of Iain Mattaj, Director General of EMBL, are the first to provide molecular evidence that the coat proteins that shape the eukaryotic endomembrane system also exist in prokaryotes. Using a combination of bioinformatics, molecular biology and electron microscopy, the EMBL scientists found that proteins with the characteristic membrane-coat architecture also exist in members of the PVC group, but not in any other bacteria, in association with the membranes of subcellular compartments.

"Our findings provide unexpected clues as to how the endomembrane system of eukaryotes evolved," says Damien Devos, who led the study, "and since they are relatively simple cells, these bacteria could be used as model organisms for studying how this system works."

Fuente de la historia:

Materiales proporcionados por Laboratorio Europeo de Biología Molecular. Nota: El contenido puede editarse por estilo y longitud.


Games parasites play

Phagocytic cells, like macrophages and neutrophils, are an early line of defense against invading bacteria. However, some bacteria have evolved mechanisms to avoid destruction even after they have been engulfed by phagocytes.

  • Salmonella enterica is a bacterium that causes food poisoning in humans. Once engulfed by phagocytosis, it secretes a protein that prevents the fusion of its phagosome with a lysosome.
  • Micobacterias (e.g., the tubercle bacillus that causes tuberculosis) use a different trick.
    • When the phagosome is first pinched off from the plasma membrane, it is coated with a protein called "TACO" (for tryptophan-aspartate-containing coat protein).
    • This must be removed before the phagosome can fuse with a lysosome.
    • Mycobacteria taken into a phagosome are able, in some way, to keep the TACO coat from being removed.
    • Thus there is no fusion with lysosomes and the mycobacteria can continue to live in this protected intracellular location.

    Algunos intracelular parasites exploit receptor-mediated endocytosis to sneak their way into their host cell. They have evolved surface molecules that serve as decoy ligands for receptors on the target cell surface. Binding to these receptors tricks the cell into engulfing the parasite.

    • Virus de Epstein Barr (EBV). This virus causes mononucleosis and is a contributing factor in the development of Burkitt's lymphoma, a cancer of B lymphocytes. It binds to a receptor present on the surface of B cells.
    • Virus de la gripe. los hemagglutinin on the surface of the virus binds to carbohydrate on the surface of the target cell tricking the cell into engulfing it.
    • Listeria monocytogenes. This food-borne bacterium can be dangerous to people with defective immune systems as well as to pregnant women and their newborn babies. It has two kinds of surface molecules each a ligand for a different receptor on the target cell surface.
    • steotococos neumonia. Epithelial cells like those in the nasopharynx have receptors that are responsible for transporting IgA and IgM antibodies from the blood to the apical surface of the cell. The pneumococcus piggybacks on this receptor on its return trip into the cell. This is the organism that led to the discovery that genes are DNA.

    Biochemical and molecular characterization of mitochondrial membrane-bound arginase in Heteropneustes fossilis

    The two predominant forms of arginase, cytosolic Arginase-I and mitochondrial Arginase-II, catalyze hydrolysis of arginine into ornithine and urea. Based on presence of arginase activity in extracts using potassium chloride (KCl), mitochondrial membrane-bound arginase has also been suggested. However, the activity of arginase in fractions obtained after KCl-treatment may be either due to leakage of mitochondrial arginase or release of adhered cytosolic arginase to cell organelles having altered net charge. Therefore, it has been intended to analyse impact of KCl on ultra-structural properties of mitochondria, and biochemical analysis of mitochondrial membrane-bound proteins and arginase of Heteropneustes fossilis. Liver of H. fossilis was used for isolating mitochondria for analysis of ultrastructural properties, preparing cytosolic, mitochondrial, and mitochondrial-membrane bound extracts after treatment of KCl. Extracts were analysed for arginase activity assay, protein profiling through SDS-PAGE and MALDI MS/MS. The KCl-mediated modulation in polypeptides and arginase were also evaluated by PANTHER, MitoProt and IPSORT servers. The effects of KCl on ultra-structural integrity of mitochondria, activity of arginase, modulation on mitochondrial proteins and enzymes including arginase were observed. The 48 kDa polypeptide of mitochondrial fraction, that showed KCl-dependent alteration matched with Myb binding protein and 30 kDa bands resembles to arginase after MALDI MS/MS analysis. Results indicate KCl-dependent ultrastructural changes in mitochondria and release of mitochondrial arginase. The proposed membrane bound mitochondrial arginase could be mitochondrial arginase-II or altered form of cytosolic arginase-I contributing to KCl-induced arginase activity in H. fossilis.


    Although there are more than 100,000 independent structures of soluble proteins in the Protein Data Bank, there are only approximately 500 such structures of integral membrane proteins in the PDB, and only a fraction are structures of hetero-oligomeric membrane proteins solved to a resolution ≤ 3.0 Å. These membrane proteins are of great interest in health and disease-related studies. In addition, they provide the major problem in understanding the montaje of membrane proteins.

    A 2.5 Å structure has been obtained of the hetero-oligomeric cytochrome B 6 F complex, the electron and proton-transferring complex in photosynthetic electron transport (protein data bank deposition, PDB 4OGQ) The dimeric 250-kDa complex contains 8 polypeptide subunits, 13 trans-membrane helices, 7 prosthetic groups (4 hemes, 1 FeS cluster, 1 Chl a , 1 β-carotene), and 23 lipid binding sites per monomer. Such energy-transducing membrane proteins have the special property that their function can be studied by spectrophotometry. This property was used to determine that the dielectric constants between the 4 hemes in the dimer are heterogeneous, partly a consequence of integration of lipid in the protein.

    Some problems of current interest are (i) further analysis of the role of lipid in stabilizing the B 6 F complex, (ii) effect of the trans-membrane electrical potential on the atomic structure, (iii) engineering the electron transport chain with a possible application to modifying the rate-limiting step of photosynthesis, (iv) understanding the mechanism of the elevated rate of superoxide production, (v) understanding the unique mechanism of redox-dependent cross-membrane information transfer in which oxidation of plastoquinol on one side of the membrane actives a kinase on the other side.

    I. Photosynthetic Energy Transduction: Structure-Function of the Hetero-Oligomeric Membrane Lipoprotein, the Electron Transport Proton Translocating Cytochrome B 6 F Complex

    Fig 1. Citocromo B 6 F complex electron transport pathway and site of superoxide generation. (A ) Trans-membrane quinol-mediated electron transfer pathway in dimeric cytochrome B 6 F complex, crystallized from cyanobacteria, showing site of superoxide generation on electro-chemically positive (p, lumen side) of the membrane. (B ) Vista de B 6 F complex along membrane normal, showing 26 trans-membrane helices, 2-fold symmetry axis, lipids and bound detergent. ( C ) p-side binding site of quinone analogue, tri-decyl-stigmatellin

    II. Hypothesis for trans-membrane (TM) signaling and activation of Stt7 kinase.

    TM signaling involving a serine-threonine kinase (Stt7 in Chlamydomonas reinhardtii ) directs light energy distribution between the 2 photosystems of oxygenic photosynthesis. Oxidation of plastoquinol mediated by the cyt B 6 F complex on the electrochemically positive (p) side of the thylakoid membrane, activates the kinase domain of Stt7 on the trans (negative (n)) side, leading to phosphorylation and redistribution (“state transition”) of the light-harvesting chlorophyll proteins between the 2 photosystems. Stt7 kinase was cloned, expressed, and purified, (a) found to be active in vitro in the presence of reductant, and (b) purified as a tetramer, determined by analytical ultracentrifugation, EM, and electrospray-ionization mass spectrometry, with a molecular weight of 332 kDa, consisting of an 83.41 k. (c) Far-UV circular dichroism spectra showed Stt7 to be mostly α-helical, and document a physical interaction with the B 6 F complejo. O 2 •- , generated in the B 6 F complex via plastosemiquinone, proposed to reduce S-S bond between 2 Cys in Stt7, causing a conformation change in the Stt7 TM domain, which is transmitted to the n-side through a proline hinge in TM domain, thus activating the kinase. In cartoon mode, p-side domain containing Cys 68 and 73 shown as blue oval, TM domain as brown cylinders, and the proline hinge as a gray ( A ) and yellow ( B ) pentagon. n-side Stt7 kinase domain shown in gray in inactive state D (labeled A ) and, when activated, as red rectangle mi (labeled B ) C-terminal disordered domain, orange rectangle. Cyt B 6 F complex (PDB ID 4H13) shown in surface representation, with the p-side plastoquinol (Q pag ) binding site marked by the quinol-analog tridecyl stigmatellin (purple sticks). Lipid bilayer, light green. ( A ) Q pag -site of cyt B 6 F complex unoccupied, cysteines 68 and 73 of Stt7 form disulfide bond, and kinase remains inactive. ( B ) Upon binding and oxidation of plastoquinol at the Q pag -site, PQ •- is generated which, serving as reductant for O 2 , generating O 2 •- , is oxidized to PQ.

    III. Structure-Function of Integral Membrane Proteins: (ll) β-barrel proteins, protein import, the colicin translocon

    Like many bacteriophage, for their import into the bacterial cell, colicins parasitize outer membrane proteins normally used for uptake of metabolites (e. g., sugars, metals, vitamins).

    Hypotheses for the pathway and mechanisms of import into E. coli of the cytotoxic E colicins are based on crystal structures of the colicins, and of complexes of the colicins with their outer membrane receptors, for example, the vitamin B12 receptor (BtuB), [panels A, B ] which the colicins parasitize for import. (A) 1.95 Å structure of the BtuB vitamin B 12 receptor J. Mol. Biol, 364, 716, 2006). (B) (side view) . (C) A 2.75 Å structure of the complex of receptor-binding domain of the endoribonucleolytic colicin E3 showed its elongate 100 Å long colicin domain to be bound obliquely, in which it appears to be 'fishing' for a second outer membrane receptor-translocator ( Estructura de la naturaleza. Biol. , 10, 948-, 2003) (D) . A similar structure has been obtained with the receptor-binding domain of colicin E2 (Sharma et al ., JBC , 2007).

    Single molecule fluorescence studies show a rapid diffusion of the colicin-BtuB receptor complex in the outer membrane as it diffuses rapidly in the outer membrane ( Biophys. J. , 99: 3880-3886, 2010) and searches for its outer membrane OmpF translocator protein in what has been described as a “fishing pole” mechanism. Thus, colicin import across the outer membrane involves formation of a ‘ Translocón ' between BtuB and OmpF. A 3.0 Å crystal structure was obtained of a complex between the translocation domain of colicin E3 and OmpF, and 1.6 Å of OmpF alone ( EMBO J. , 27, 2171, 2008), and summarized in recent reviews: (1) Annual Reviews of Genetics , 46, 209-231, 2012) most recently On Mechanisms of Colicin Import: the Outer Membrane Quandary , Biochem. J., 475, 3903-3915. 2018.

    Applications of these approaches and concepts to membrane-mediated action of proteins involved in infectious diseases: ( a ) The membrane-mediated interaction of the alpha-synuclein protein, implicated in the etiology of Parkinson’s Disease, in which the 140 residue disordered polypeptide was found to assume a significantly ordered helical structure upon binding to anionic liposome membranes ( Bioquímica , 46:14369-14379). ( B ) Application of the cytotoxic action of colicins to the problem of antibiotic bacteria (W. A. Cramer and L. N. Csonka),

    Educación

    B. S., Physics, Massachusetts Institute of Technology
    Ph. D., Biophysics, University of Chicago
    Postdoctoral, University of California/San Diego

    Enseñando

    • Bioenergetics: Energy Transduction in Biological Membranes: Course Outline
    • Membrane Proteins, Spring 2020 Course Outline
    • Ethics: Life and Times in Academic Research Labs Course Outline

    Outside Lecture-Seminar Invitations (2019-2021)

    • Symposium, 100 Years of Cytochromes , American Chemical Society, Division of Biological Chemistry, San Francisco, August 16, 2020 to be held in Spring, 2021
    • Conference on Regulation of Photosynthesis , Kobe, Japan, 9-13 Nov. 2020 Lecture on “Structure-Function of the Cytochrome b6f Complex” postponed to 2021
    • 3 rd Annual Congress on Plant Science and Biosecurity , July 06-08, 2020, Osaka, Japan Lecture on Structure-Function of the Cytochrome b 6 f Comple X now postponed or cancelled
    • 11 th European Workshop on the Biology of Cyanobacteria, scheduled for Porto, Portugal, 6-10, September 2020 held on-line Lecture on “Structure-Function of the Cyanobacterial Cytochrome b6f Complex”
    • Annual Mtg. Biophysical Society, Baltimore, March, 2019 (1) Co-Chair, Biophysical Society Symposium, “Trans-membrane Signaling,” Lecture, “Redox-Dependent Trans-membrane signaling (2) Co-Chair, Bioenergetics Sub-group Symposium on “Super-Complexes in Electron Transport” Lecture, “Redox-Dependent Trans-membrane Signaling in the Cytochrome b6f Complex”

    Outside Lecture-Seminar Invitations (2011-2019)

    • Orton K. Stark Distinguished Lectures, Miami University, April 18-20, 2017. "Structure-Function of the Cytochrome b6f Lipoprotein Complex Interaction with the Trans-Membrane Stt7 Ser-Thr Kinase that Mediates State Transitions Keynote Lecture, 26th Western Photosynthesis Conf., Pt. Reyes, CA, Jan 5-8, 2017.
    • Redox-Dependent Trans-Membrane Signaling in Photosynthetic State Transitions: Interaction of a Serine-Threonine Kinase with the Cytochrome B6F Complex,” 7 th International Conference, Photosynthesis Research for Sustainability,Pushchino, Moscow Region, June 19-26, 2016.
    • "A Potential Problem with the Accuracy of Membrane Protein Structures”, NIH Roadmap/Argonne National Laboratory Meeting on Membrane Protein Structures, April 11, 2015
    • “Mapping the Dielectric Heterogeneity of the Cytochrome B 6 F Membrane Lipoprotein Complex,” Symposium on Membrane Proteins, University of Delaware, Newark, Delaware, May 12, 2014.
    • “Structure-Function of Two Membrane Proteins: Helical and β-Barrel,” Dept. of Chemistry and Biochemistry, North Dakota State University, Fargo, ND, April 3, 2014.
    • "Mapping of the Heterogenous Dielectric Constant of the Cytochrome B 6F Complex," Biophysics Seminar Series, Dept. of Cellular and Molecular Biology, UC Davis, Davis, CA, March 7, 2014.
    • "Mapping of the Heterogenous Dielectric Constant of the Cytochrome B 6f Complex," Department of Chemistry & Biochemistry, UCLA, Los Angeles, CA, February 20, 2014.
    • "Dielectric Heterogeneity in the Cytochrome B 6f Complex," Annual Meeting of the German Society of Biochemistry and Molecular Biology, Frankfurt, Germany, October 3, 2013.
    • "Dielectric Heterogeneity in the Cytochrome B 6 F Complex," International Congress of Photosynthesis, St. Louis, MO, August 12 – 15, 2013.
    • “Properties of the Hetero-Oligomeric Cytochrome B 6 F -Lipidic Charge Transfer Complex of Oxygenic Photosynthesis,” Department of Molecular Biology, University of Geneva, Geneva, Switzerland, June 17, 2013.
    • “Transfer of electrons, Protons, and Information in the Cytochrome B 6 F Lipidic Complex of Oxygenic Photosynthesis,” NIH Roadmap Meeting to Membrane Protein Technologies, University of California, San Francisco, CA, November 27-30, 2012.
    • “Lipid Functions in Cytochrome antes de Cristo Complexes: an unusual event in evolution,” Conference, “How bugs kill bugs, progress and challenges in bacteriocin research,” British Biochemical Society, Nottingham, England. July 16 – 18, 2012.
    • "Lipid Functions in cytochrome antes de Cristo complexes: an unusual event in evolution," Membrane Conference, Arizona State University, Phoenix, AZ, May 13-17, 2012.
    • “Lipid Functions in cytochrome antes de Cristo complexes: an unusual event in evolution,” Royal Society Center, Chicheley Buckinghamshire, UK, May 3, 2012.
    • “The Cytochrome B6F Complex: an Odd Lipid Effect in Evolution An Electrostatically Constrained Electron Transport Pathway,” May 3 – 4, 2012. Royal Society Discussion on “Structure and Dynamics of the Thylakoid Membrane,” Kavi Royal Society International Centre, Buckinghamshire, UK.
    • "Structure-Function (Energetic) of Hetero-Oligomeric Membrane Protein Complexes" Symposium on "Structure-Function of Hetero-Oligomeric Membrane Proteins," Bioenergetics Subgroup, Biophysical Society, San Diego, California, February 25, 2012.
    • "Impediments in Travel through Membrane Proteins: Problems in Bioenergetics and Protein Import" February 13, 2012. Department of Biochemistry and Biophysics, University of Stockholm, Sweden.
    • “Oligomeric Membrane Protein Complexes" Symposium on "Structure-Function of Hetero-Oligomeric Membrane Proteins," February 25, 2012. Bioenergetics Subgroup, Biophysical Society, San Diego, CA.
    • "Traveling Inside the Cytochrome antes de Cristo Complex of Energy-Transducing Membranes," January 5, 2012. Department of Biophysics, Albert Einstein College of Medicine, Bronx, NY.
    • Seminar: “Structure-Function of Cytochrome bf Complex,” December 5, 2011, the Biophysics and Computational Biology Department, University of Illinois-Champaign/Urbana.
    • Invited talk: “On the rate limiting step in photosynthetic electron transport,” November 4, 2011,
    • Conference on Natural and Artificial Photosynthesis, Renssalaer Polytechnic Institute, Troy, NY.
    • “Travels on and Within Membrane Proteins,” September 29, - October 1, 2011, the Department of Chemistry, University of Missouri.
    • Lawrence Berkeley National Lab BioEnergy, Photo- and Bio- Chemistry Site Visit, July 24-26, 2011, Univ. of California/Berkeley, CA.
    • “Impediments in traveling through membrane proteins: problems in bioenergetics and protein import.” March 31, 2011, Dept. of Biochemistry & Molecular Biology, Rosalind Franklin University of Medicine and Science, North Chicago, IL.
    • Panel Member at the organization meeting of the X-ray free electron laser. January 18 – 21, 2011, University of California/Berkeley, Berkeley, CA.

    Awards/Honors

    National Science Foundation Postdoctoral Fellowship, Univ. Calif/San Diego 1965-67

    NIH(NIGMS) Research Career Development Award, 1970-75

    Senior Fellow, European Molecular Biology Org., Univ. of Amsterdam, The Netherlands, 1974-75

    McCoy Award, Purdue University, Achievements in Science, 1988

    Plenary Lectures, International Congress of Photosynthesis, 1989, 2004

    Fellow, Alexander von Humboldt Foundation, 1992

    Fellow, John Simon Guggenheim Foundation, 1992-93

    C.F. Kettering Award, Amer. Soc. Plant Physiology, 1996

    Rosetta Briegel Barton Lecture, University of Oklahoma, 2001

    Maurice Hilleman Lecture, Montana State University, 2004

    Daniel Arnon Lecture, University of California/Berkeley, 2006

    Fellow, Biophysical Society, 2007

    Eminent Scholar Lecture, Oklahoma State University, 2008.

    Orton K. Stark Lectures, Miami University, 2017

    Fellow, American Association for the Advancement of Science, 2017

    Orton K. Stark Distinguished Lectures, Miami University, 2017

    Keynote Awardee, 9th International Conference on Photosynthesis & Hydrogen Energy Research for Sustainability, Hyderabad, India, 2017

    American Chemical Society, Symposium, “One Hundred Years of Cytochromes,” San Francisco, now virtual, 2020


    Ver el vídeo: Proteinas de Membrana - Fisiología I - Medicina (Mayo 2022).