Información

Fertilización del óvulo humano: ¿de dónde proviene nuestro centrosoma?

Fertilización del óvulo humano: ¿de dónde proviene nuestro centrosoma?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

¿Existe un centrosoma en un óvulo humano? ¿Es la razón por la que el óvulo permanece en pausa antes de la meiosis 2 porque no hay un centrosoma, y ​​solo se divide cuando el esperma lo fertiliza, por lo que puede tener un centrosoma? Si es así, ¿cómo ocurrió la ovogénesis? ?


Para responder a la primera parte de su pregunta. En realidad, el esperma introduce dos centrosomas. Luego, el centrosoma nuclea el nuevo conjunto de microtúbulos para formar el aster de esperma, un paso esencial para una fertilización exitosa. Puede visitar estos sitios Simerly, et al, así como Paweltz, et al.


La ciencia confirma que la vida humana comienza con la fertilización

10 de marzo de 2017 (LiveActionNews) - La comunidad científica continúa demostrando que la vida humana comienza en la concepción (fertilización).

En su última edición de El ser humano en desarrollo: embriología con orientación clínica, los profesores Keith Moore, TVN Persaud y Mark Torchia arrojaron una luz significativa sobre el desarrollo de la persona humana y no rehuyen la realidad de cuándo comienza la vida. Aquí hay seis citas reveladoras sobre el desarrollo fetal:

& ldquoEl desarrollo humano es un proceso continuo que comienza cuando un ovocito de una hembra es fertilizado por un esperma de un macho. & rdquo

& ldquoEl desarrollo humano comienza en la fertilización cuando un espermatozoide se fusiona con un ovocito para formar una sola célula, el cigoto. & rdquo

& ldquoTodas las principales estructuras externas e internas se establecen durante la cuarta a la octava semana. & rdquo

& ldquoLas yemas de las extremidades superiores se reconocen en el día 26 o 27 como pequeñas hinchazones en las paredes del cuerpo ventrolateral. & rdquo

& ldquoEmbriones en la sexta semana muestran movimientos espontáneos, como contracciones del tronco y extremidades en desarrollo. & rdquo

& ldquoA finales de esta semana (octava semana), el embrión tiene características humanas distintas, sin embargo, la cabeza todavía es desproporcionadamente grande, constituyendo casi la mitad del embrión. & rdquo

Estas poderosas citas muestran que cada ser humano es una persona viva y única desde las primeras etapas. James Bopp resume poderosamente el comienzo de la vida y las etapas que siguen, en Vida humana y ética del cuidado de la salud, vol. 2:

& ldquoLa primera célula de una vida humana nueva y única comienza a existir en el momento de la concepción (fertilización) cuando un espermatozoide vivo del padre se une con un óvulo vivo de la madre. Es así como la vida humana pasa de una generación a otra. Dado el entorno y la composición genética adecuados, la célula individual posteriormente da lugar a billones de células especializadas e integradas que componen las estructuras y funciones de cada cuerpo humano individual.

& ldquoTodo ser humano vivo hoy y, hasta donde se sabe científicamente, cada ser humano que alguna vez existió, comenzó su existencia única de esta manera, es decir, como una sola célula. Si esta primera célula o cualquier configuración posterior de células muere, el individuo muere, dejando de existir en la materia como ser vivo. No se conocen excepciones a esta regla en el campo de la biología humana ".

Niño antes de nacer a las 12 semanas

Aquí hay algunas citas adicionales de expertos médicos y libros de texto sobre desarrollo fetal que demuestran que la vida humana comienza en el momento de la fertilización.

& ldquoEl ciclo de vida de los mamíferos comienza cuando un espermatozoide entra en un óvulo. & rdquo

Okada et al., A role for the elongator complex in zygotic paternal genome desmetlation, NATURE 463: 554 (28 de enero de 2010)

& ldquoLa fertilización es el proceso por el cual los gametos haploides masculinos y femeninos (esperma y óvulo) se unen para producir un individuo genéticamente distinto. & rdquo

Signorelli et al., Quinasas, fosfatasas y proteasas durante la capacitación espermática, CELL TISSUE RES. 349 (3): 765 (20 de marzo de 2012)

& ldquoEl oviducto o trompa de Falopio es la región anatómica donde comienza cada nueva vida en las especies de mamíferos. Después de un largo viaje, los espermatozoides se encuentran con el ovocito en el sitio específico del oviducto llamado ampolla, y se lleva a cabo la fertilización. & Rdquo

Coy et al., Funciones del oviducto en la fertilización de mamíferos, REPRODUCCIÓN 144 (6): 649 (1 de octubre de 2012) (énfasis agregado).

& ldquoFertilización & ndash la fusión de gametos para producir un nuevo organismo & ndash es la culminación de una multitud de procesos celulares intrincadamente regulados & rdquo.

Marcello y col., Fertilization, ADV. EXP. BIOL. 757: 321 (2013). Institutos Nacionales de Salud, Diccionario médico Medline Plus Merriam-Webster (2013).


Los científicos acaban de capturar el destello de luz que se enciende cuando un espermatozoide se encuentra con un óvulo

Por primera vez, los científicos han capturado imágenes del destello de luz que se enciende en el momento en que un espermatozoide humano entra en contacto con un óvulo.

El fenómeno se ha observado antes en animales, pero nadie ha visto nunca la chispa de la concepción humana. Y lo que es aún más increíble es el hecho de que algunos huevos se queman más que otros, lo que es una indicación directa de su capacidad para convertirse en un embrión sano, encontró un equipo de la Universidad Northwestern.

Entonces, ¿por qué las chispas vuelan literalmente en el momento de la concepción? En 2011, el equipo de Northwestern descubrió que las chispas de zinc explotaban en el punto de la concepción en ratones.

Les tomó algunos años descubrir cómo imaginar este evento, pero en 2014, habían logrado filmar el evento por primera vez y vieron cómo se liberaban miles de millones de átomos de zinc en el momento exacto en que el huevo de un mamífero es perforado por un espermatozoide.

Usando un nuevo sensor fluorescente que es capaz de rastrear los movimientos del zinc en las células vivas, el equipo vislumbró las capacidades de almacenamiento de zinc de un huevo y encontró unos 8,000 compartimentos de zinc, cada uno con alrededor de 1 millón de átomos de zinc, listos para explotar. . Se descubrió que los diminutos 'fuegos artificiales' que resultan duraban aproximadamente 2 horas después de la fertilización.

Ahora, el mismo equipo ha logrado filmar este evento que ocurre en un óvulo humano en el momento de la concepción.

"Fue extraordinario", dice una del equipo, Teresa Woodruff. "Descubrimos la chispa de zinc hace apenas cinco años en el ratón, y ver cómo el zinc se irradia en un estallido de cada huevo humano fue impresionante".

Si sigue de cerca las noticias sobre ciencias de la salud, sabrá que la gran mayoría de los estudios, incluso los más prometedores, no logran alcanzar su potencial. Quizás los resultados positivos en ratones no se tradujeron en humanos, o quizás los estudios de laboratorio no pudieron replicarse en organismos vivos. Quizás los investigadores simplemente se quedaron sin fondos.

Pero en este caso, podemos ver qué tan rápido ha progresado el equipo de ratones a humanos, y en el espacio de solo cinco años, ha descubierto algo que podría cambiar muchas vidas: los destellos de luz que ahora se han visto. en humanos por primera vez se puede utilizar para determinar la viabilidad de un huevo individual.

Para las parejas que dependen de los tratamientos de FIV, eso es enorme, porque alrededor del 50 por ciento de los óvulos fertilizados no se desarrollan adecuadamente debido a algún tipo de confusión genética inevitable.

Northwestern University

"Este es un descubrimiento importante porque puede brindarnos una forma no invasiva y fácilmente visible de evaluar la salud de un óvulo y eventualmente un embrión antes de la implantación", dice una de las investigadoras, Eve Feinberg.

"Actualmente no hay herramientas disponibles que nos digan si es un huevo de buena calidad", agrega. "A menudo no sabemos si el óvulo o el embrión es realmente viable hasta que veamos si se produce un embarazo. Por eso es tan transformador. Si tenemos la capacidad de ver qué es un buen óvulo y qué no, nos ayudará a saber qué embrión transferir, evitar muchos dolores de cabeza y lograr un embarazo mucho más rápido ".

Para el experimento, el equipo usó una enzima de esperma para activar el óvulo (fertilizar el óvulo con esperma real con fines de investigación es ilegal según la ley federal de EE. UU.) Y observó cómo el evento provocó que los niveles de calcio aumentaran dentro del óvulo, lo que provocó la liberación de zinc.

"A medida que el zinc se dispara, se une a pequeñas moléculas que emiten una fluorescencia que puede ser captada por microscopios de cámara", explica Sarah Knapton para El Telégrafo.

Entonces, ¿por qué el zinc es tan especial? Los investigadores encontraron que los huevos se compartimentan y distribuyen zinc para controlar el desarrollo de un embrión sano; el mineral juega un papel vital en el control de la 'decisión' que toma el huevo para convertirse en un embrión, por lo que cuanto más zinc se libera, más brillante es el destello. , y más viable es el huevo.

"El huevo primero tiene que almacenar zinc y luego debe liberar parte del zinc para navegar con éxito la maduración, la fertilización y el inicio de la embriogénesis", dijo uno del equipo, Thomas O'Halloran, en 2014. "Pero exactamente cuánto el zinc está involucrado en este notable proceso y ¿dónde está en la célula? "

Es de esperar que esta sea una pregunta que los investigadores ahora están preparados para responder, y estamos ansiosos por ver qué descubren a continuación.

Los resultados han sido publicados en Informes científicos, y puedes ver el metraje a continuación:


Etapas de la fertilización natural.

Tan simple como parece el proceso por el cual el óvulo y el espermatozoide se convierten en uno, en realidad requiere la activación de múltiples mecanismos y cambios en las células de los gametos para que sea posible.

Las siguientes son las cuatro etapas principales de la fertilización en los seres humanos:

Penetración de la corona radiata

La primera etapa de la fertilización humana es la penetración de los espermatozoides en el corona radiata del huevo, una capa hecha de células que rodea al huevo.

Los espermatozoides pueden atravesar esta primera barrera gracias a la liberación de la enzima hialuronidasa y al movimiento de su flagelo (la cola).

Cuando cruzan esta capa, los espermatozoides encuentran una segunda barrera: la zona pelúcida (ZP). Es una capa externa que rodea a los ovocitos.

Penetración de la zona pelúcida

Se requiere más de un espermatozoide para degradar la ZP. No obstante, al final sólo uno de ellos será el "ganador", es decir, el que fecunde el óvulo.

Para poder atravesar esta segunda barrera, la cabeza del espermatozoide establece contacto con el receptor ZP3 de la ZP. Esto desencadena el reacción del acrosoma, que implica la liberación de una serie de enzimas hidrolíticas (contenido del acrosoma). Estas enzimas disuelven la ZP para permitir el paso de los espermatozoides.

La reacción del acrosoma provoca una serie de modificaciones del espermatozoide que permiten su capacitación natural. La capacitación del esperma, al mismo tiempo, le permite ingresar al óvulo celular, haciendo que las membranas de ambas células reproductoras se fusionen.

Fusión de membranas

Cuando el óvulo llega a la membrana plasmática del ovocito, desencadena tres procesos diferentes en el gameto femenino:

  • Formación del cono de fertilización
  • Instante despolarización de la membrana del huevo
  • Liberación de gránulos corticales del huevo

La formación del cono de fertilización permite la fusión entre las membranas tanto del óvulo como del espermatozoide, permitiendo el paso de la cabeza del espermatozoide al óvulo. Simultáneamente, gracias a la despolarización y la liberación de gránulos corticales, la se evita la entrada de múltiples espermatozoides.

Fusión de núcleos y formación de cigotos

Ahora que ha tenido lugar el paso de los espermatozoides, el ovocito se activa para finalizar la meiosis, proceso por el cual se reduce el número de cromosomas. Con él, se libera el segundo cuerpo polar y los cromosomas se distribuyen formando una estructura llamada pronúcleo femenino.

Pronúcleos son los núcleos de los gametos, que tienen la particularidad de tener la mitad de los cromosomas en comparación con el resto de células del organismo, es decir, 23 cromosomas.

Por otro lado, el espermatozoide continúa el proceso de fecundación hasta que su cabeza, que contiene el núcleo, llega al pronúcleo femenino. El esperma perderá su cola en algún momento y el núcleo se hinchará para crear el pronúcleo masculino.

Cuando ambos pronúcleos son uno al lado del otro, se produce la fusión.

La fusión de pronúcleos significa que las membranas de ambos terminan desapareciendo para que los cromosomas puedan fusionarse. Esto permite que la célula restablezca su número normal de cromosomas, es decir, 46 cromosomas.

El proceso de fertilización de los seres humanos culmina con la formación del cigoto: la primera célula del organismo, creada después de que el óvulo y el espermatozoide se fusionen en uno.

Además de todo esto, la fertilización determina el género del futuro bebé en función de los cromosomas sexuales:

Los cromosomas sexuales del cigoto masculino son XY, por lo que el feto es un niño. Los cromosomas sexuales del cigoto femenino son XX, por lo que el feto es una niña.

Los óvulos siempre llevan un cromosoma X. Por lo tanto, el sexo de los embriones lo determina el esperma, que puede portar un cromosoma X o Y.

Este es todo el proceso de fertilización humana paso a paso. Sin embargo, puede ver un diagrama del proceso completo que se resume a continuación:


Spark of Life: los científicos descubren el momento en que las almas ingresan a los huevos en el momento de la concepción

En un descubrimiento milagroso, que literalmente cambia la vida, los científicos han descubierto el momento en que un alma entra en un óvulo fertilizado.

A todos nuestros lectores, no se desplacen más allá de esto.

Hoy, le pedimos humildemente que defienda la independencia de Catholic Online. El 98% de nuestros lectores no dan, simplemente miran para otro lado. Si dona solo $ 5.00, o lo que pueda, Catholic Online podría seguir prosperando durante años. La mayoría de la gente dona porque Catholic Online es útil. Si Catholic Online le ha dado $ 5.00 en conocimiento este año, tómese un minuto para donar. Muestre a los voluntarios que le brindan información católica confiable que su trabajo es importante. Si usted es uno de nuestros escasos donantes, tiene nuestra gratitud y le damos las gracias calurosamente. Ayuda ahora>

Reflejos

LOS ÁNGELES, CA (Catholic Online) - Los católicos han creído durante mucho tiempo que la vida comienza en el momento de la concepción, por lo que la fertilización in vitro y el uso de anticonceptivos se consideran inmorales.

Ahora, con el descubrimiento de la chispa de la vida, la ciencia puede haber demostrado que la Iglesia ha estado en lo cierto desde el principio.

Los investigadores descubrieron en el momento en que un alma humana entra en un huevo, lo que da a los grupos pro-vida una ventaja aún mayor en la batalla entre la vida embrionaria y la muerte. El momento preciso se celebra con una descarga de energía liberada alrededor del óvulo recién fertilizado.

Teresa Woodruff, una de las autoras principales del estudio y profesora de obstetricia y ginecología en la universidad, entregó un comunicado de prensa en el que afirmó que "ver el zinc irradiar en un estallido de cada óvulo humano fue impresionante".

Aunque los científicos no pueden explicar por qué el huevo libera zinc, que luego se une a pequeñas moléculas con un destello, los fieles reconocen que este debe ser el momento en que Dios permite que ocurra un milagro.

Los científicos ven el descubrimiento como una oportunidad para mejorar la fertilización in vitro, que actualmente implica la fertilización de varios óvulos pero el uso de solo uno, dejando que el resto perezca.

"Esto significa que si puede observar la chispa de zinc en el momento de la fertilización, sabrá de inmediato qué óvulos son los buenos para transferir en la fertilización in vitro", explicó Woodruff. "Es una forma de clasificar la calidad del huevo de una forma que nunca antes habíamos podido evaluar.

"Toda la biología comienza en el momento de la fertilización, sin embargo, no sabemos casi nada sobre los eventos que ocurren en el [útero] humano".

Con suerte, el descubrimiento no solo alentará a las madres a quedarse con sus hijos por nacer, sino que también conducirá a nuevos métodos que fertilizarán un solo óvulo, evitando así la destrucción de otras vidas inocentes. Mientras tanto, los investigadores continúan explorando las implicaciones de la chispa.


Resultados

Características del paciente y resultado del tratamiento

Analizamos un total de 451 ciclos de FIV-ICSI, de los cuales 208 ciclos de TESE-ICSI y 243 ciclos de ICSI con espermatozoides eyaculados. La edad femenina y masculina no difirió entre el grupo TESE-ICSI y el grupo ICSI con esperma eyaculado, con una mediana de edad de 33 años (IQR 29-36 e IQR 30-37) para las mujeres y 35 años (IQR 31-40 e IQR 31-41) para hombres. El tipo de régimen de estimulación ovárica utilizado fue significativamente diferente entre los dos grupos (el 74% se sometió a un tratamiento conjunto con agonistas de GnRH en el grupo de TESE-ICSI frente al 51% en el grupo de ICSI con esperma eyaculado). El número de ovocitos aspirados fue significativamente mayor en el grupo de TESE-ICSI con una mediana de 9 (IQR 6-14) ovocitos y 7 (IQR 5-10) ovocitos en el grupo de ICSI con esperma eyaculado. De los hombres que se sometieron a TESE, 141 (67,8%) fueron diagnosticados de NOA y 62 (29,8%) de OA, 5 (2,4%) fueron diagnosticados de criptozoospermia. Se diagnosticó infertilidad por factor masculino en 228 pacientes del grupo ICSI con esperma eyaculado. Las 15 ICSI restantes con ciclos de esperma eyaculado se realizaron debido a un ciclo de FIV anterior que resultó en TFF. Las características del resultado del tratamiento de las transferencias de embriones frescos se muestran en la Tabla 1. Las tasas de fertilización fueron menores después de TESE-ICSI, pero no se observaron diferencias en la proporción de ovocitos fertilizados que dieron como resultado un embrión utilizado para transferencia o criopreservación. Los resultados del embarazo tampoco fueron diferentes entre los dos grupos. Dentro del grupo TESE-ICSI, los ciclos de hombres diagnosticados con NOA resultaron en una tasa de fertilización más baja por ovocito recuperado que los ciclos de hombres diagnosticados con OA (NOA 20.6% en el cuartil más alto de tasa de fertilización versus OA 30.6%, Tabla complementaria S2). Esto concuerda con informes anteriores [48–50].

Características de resultado de los ciclos incluidos en el análisis de lapso de tiempo y resultado del embarazo después de la transferencia de embriones frescos en TESE-ICSI e ICSI con esperma eyaculado.

. TESE-ICSI. ICSI (con esperma eyaculado). valor p.
Número de ciclos analizados 208 243
Ovocitos MII 7 (5–11) 6 (4–9) & lt0.001
Ovocitos fertilizados 4 (2–6) 4 (2–6) 0.301
Tasa de fertilización (ovocitos fertilizados / ovocitos MII)
0–25% 30 (14.4) 10 (4.1) & lt0.001
25.01–50% 55 (26.4) 39 (16.0)
50.01–75% 73 (35.1) 79 (32.5)
75.01–100% 50 (24.0) 115 (47.3)
Número total de embriones analizados 639 866 N / A
Transferido 193 (30.2) 259 (29.9)
Congelado 446 (69.8) 607 (70.1)
Tasa de uso de embriones (número de embriones criopreservados y transferidos / número de cigotos bi-pronucleares)
0–25% 8 (3.8) 3 (1.2) 0.275
25.01–50% 50 (24.0) 60 (24.7)
50.01–75% 46 (22.1) 64 (26.3)
75.01–100% 102 (49.0) 116 (47.7)
Sin cigotos bi-pronucleares 2 (1.0) 0 (0)
Calidad de los espermatozoides testiculares inyectados N / A
Espermatozoides móviles 589 (92.2) N / A
Espermatozoides viables inmóviles 50 (7.8) N / A
Embriones transferidos
Transferencia de un solo embrión 175 (84.1) 195 (80.2) 0.001
Transferencia de doble embrión 8 (3.8) 32 (13.2)
Sin transferencia 25 (12.0) 16 (6.6)
Embarazo bioquímico (%) 82 (44.8) 102 (44.9) 0.980
Latido fetal a las 12 semanas de gestación (%)
1 67 (36.6) 81 (35.7) 0.966
2 1 (0.5) 2 (0.9)
Nacidos vivos (%)
único 52 (28.4) 60 (26.4) 0.692
Mellizo 0 (0) 2 (0.9)
Todavía embarazada durante el análisis 11 (6.0) 13 (5.7)
. TESE-ICSI. ICSI (con esperma eyaculado). valor p.
Número de ciclos analizados 208 243
Ovocitos MII 7 (5–11) 6 (4–9) & lt0.001
Ovocitos fertilizados 4 (2–6) 4 (2–6) 0.301
Tasa de fertilización (ovocitos fertilizados / ovocitos MII)
0–25% 30 (14.4) 10 (4.1) & lt0.001
25.01–50% 55 (26.4) 39 (16.0)
50.01–75% 73 (35.1) 79 (32.5)
75.01–100% 50 (24.0) 115 (47.3)
Número total de embriones analizados 639 866 N / A
Transferido 193 (30.2) 259 (29.9)
Congelado 446 (69.8) 607 (70.1)
Tasa de uso de embriones (número de embriones criopreservados y transferidos / número de cigotos bi-pronucleares)
0–25% 8 (3.8) 3 (1.2) 0.275
25.01–50% 50 (24.0) 60 (24.7)
50.01–75% 46 (22.1) 64 (26.3)
75.01–100% 102 (49.0) 116 (47.7)
Sin cigotos bi-pronucleares 2 (1.0) 0 (0)
Calidad de los espermatozoides testiculares inyectados N / A
Espermatozoides móviles 589 (92.2) N / A
Espermatozoides viables inmóviles 50 (7.8) N / A
Embriones transferidos
Transferencia de un solo embrión 175 (84.1) 195 (80.2) 0.001
Transferencia de doble embrión 8 (3.8) 32 (13.2)
Sin transferencia 25 (12.0) 16 (6.6)
Embarazo bioquímico (%) 82 (44.8) 102 (44.9) 0.980
Latido fetal a las 12 semanas de gestación (%)
1 67 (36.6) 81 (35.7) 0.966
2 1 (0.5) 2 (0.9)
Nacidos vivos (%)
único 52 (28.4) 60 (26.4) 0.692
Mellizo 0 (0) 2 (0.9)
Todavía embarazada durante el análisis 11 (6.0) 13 (5.7)

Cada ciclo se deriva de una pareja de pacientes única. Los datos se presentan como número (%) o mediana (rango intercuartílico). Se consideró significativo un valor de p & lt 0,05. TESE-ICSI, extracción de espermatozoides testiculares con inyección intracitoplasmática de espermatozoides ICSI, inyección intracitoplasmática de espermatozoides NA, no aplica ovocitos MII, ovocitos en metafase II.

Características de resultado de los ciclos incluidos en el análisis de lapso de tiempo y resultado del embarazo después de la transferencia de embriones frescos en TESE-ICSI e ICSI con esperma eyaculado.

. TESE-ICSI. ICSI (con esperma eyaculado). valor p.
Número de ciclos analizados 208 243
Ovocitos MII 7 (5–11) 6 (4–9) & lt0.001
Ovocitos fertilizados 4 (2–6) 4 (2–6) 0.301
Tasa de fertilización (ovocitos fertilizados / ovocitos MII)
0–25% 30 (14.4) 10 (4.1) & lt0.001
25.01–50% 55 (26.4) 39 (16.0)
50.01–75% 73 (35.1) 79 (32.5)
75.01–100% 50 (24.0) 115 (47.3)
Número total de embriones analizados 639 866 N / A
Transferido 193 (30.2) 259 (29.9)
Congelado 446 (69.8) 607 (70.1)
Tasa de uso de embriones (número de embriones criopreservados y transferidos / número de cigotos bi-pronucleares)
0–25% 8 (3.8) 3 (1.2) 0.275
25.01–50% 50 (24.0) 60 (24.7)
50.01–75% 46 (22.1) 64 (26.3)
75.01–100% 102 (49.0) 116 (47.7)
Sin cigotos bi-pronucleares 2 (1.0) 0 (0)
Calidad de los espermatozoides testiculares inyectados N / A
Espermatozoides móviles 589 (92.2) N / A
Espermatozoides viables inmóviles 50 (7.8) N / A
Embriones transferidos
Transferencia de un solo embrión 175 (84.1) 195 (80.2) 0.001
Transferencia de doble embrión 8 (3.8) 32 (13.2)
Sin transferencia 25 (12.0) 16 (6.6)
Embarazo bioquímico (%) 82 (44.8) 102 (44.9) 0.980
Latido fetal a las 12 semanas de gestación (%)
1 67 (36.6) 81 (35.7) 0.966
2 1 (0.5) 2 (0.9)
Nacidos vivos (%)
único 52 (28.4) 60 (26.4) 0.692
Mellizo 0 (0) 2 (0.9)
Todavía embarazada durante el análisis 11 (6.0) 13 (5.7)
. TESE-ICSI. ICSI (con esperma eyaculado). valor p.
Número de ciclos analizados 208 243
Ovocitos MII 7 (5–11) 6 (4–9) & lt0.001
Ovocitos fertilizados 4 (2–6) 4 (2–6) 0.301
Tasa de fertilización (ovocitos fertilizados / ovocitos MII)
0–25% 30 (14.4) 10 (4.1) & lt0.001
25.01–50% 55 (26.4) 39 (16.0)
50.01–75% 73 (35.1) 79 (32.5)
75.01–100% 50 (24.0) 115 (47.3)
Número total de embriones analizados 639 866 N / A
Transferido 193 (30.2) 259 (29.9)
Congelado 446 (69.8) 607 (70.1)
Tasa de uso de embriones (número de embriones criopreservados y transferidos / número de cigotos bi-pronucleares)
0–25% 8 (3.8) 3 (1.2) 0.275
25.01–50% 50 (24.0) 60 (24.7)
50.01–75% 46 (22.1) 64 (26.3)
75.01–100% 102 (49.0) 116 (47.7)
Sin cigotos bi-pronucleares 2 (1.0) 0 (0)
Calidad de los espermatozoides testiculares inyectados N / A
Espermatozoides móviles 589 (92.2) N / A
Espermatozoides viables inmóviles 50 (7.8) N / A
Embriones transferidos
Transferencia de un solo embrión 175 (84.1) 195 (80.2) 0.001
Transferencia de doble embrión 8 (3.8) 32 (13.2)
Sin transferencia 25 (12.0) 16 (6.6)
Embarazo bioquímico (%) 82 (44.8) 102 (44.9) 0.980
Latido fetal a las 12 semanas de gestación (%)
1 67 (36.6) 81 (35.7) 0.966
2 1 (0.5) 2 (0.9)
Nacidos vivos (%)
único 52 (28.4) 60 (26.4) 0.692
Mellizo 0 (0) 2 (0.9)
Todavía embarazada durante el análisis 11 (6.0) 13 (5.7)

Cada ciclo se deriva de una pareja de pacientes única. Los datos se presentan como número (%) o mediana (rango intercuartílico). Se consideró significativo un valor de p & lt 0,05. TESE-ICSI, extracción de espermatozoides testiculares con inyección intracitoplasmática de espermatozoides ICSI, inyección intracitoplasmática de espermatozoides NA, no aplica ovocitos MII, ovocitos en metafase II.

Cinética del desarrollo embrionario

Se cargaron videos representativos de lapso de tiempo de embriones resultantes de ICSI con esperma testicular o eyaculado (Videos complementarios S1 y S2). Los embriones utilizados para la transferencia fresca o la crioconservación se anotaron para tPNa, tPNf y t2 hasta t8 (Tabla complementaria S1). Se presentan los tiempos medios en horas necesarios para alcanzar un cierto punto de tiempo de desarrollo (Tabla 2). Para investigar las diferencias en la morfocinética, realizamos un análisis de modelo mixto lineal con embriones ICSI procedentes de espermatozoides eyaculados como referencia, teniendo en cuenta la agrupación de embriones de cada pareja (Tabla 2, modelo 1). En un segundo modelo, también ajustamos el régimen de estimulación ovárica con co-tratamiento con agonista o antagonista de GnRH (Tabla 2, modelo 2). El análisis del modelo lineal mixto mostró una beta negativa de 0,55 h para el inicio de tPNa. Esto significa que tPNa comenzó 0,55 h antes en los embriones TESE-ICSI en comparación con los embriones ICSI que se originaron a partir de espermatozoides eyaculados (intervalo de confianza (IC) del 95%: −0,85 a −0,25). Además, en embriones TESE-ICSI, el intervalo de tPNa a tPNf se amplió con 0,55 h (IC del 95%: 0,05 a 1,04) (Tabla 2, modelo 2).

Resultados del análisis del modelo lineal mixto que compara los parámetros morfocinéticos de todos los embriones transferidos y criopreservados resultantes de la inyección intracitoplasmática de espermatozoides con esperma testicular (TESE-ICSI), utilizando embriones resultantes de ICSI con esperma eyaculado como referencia

Parámetros morfocinéticos. Horas de mediana (IQR). Modelo 1
Beta [IC del 95%] horas.
. Modelo 2
Beta [IC del 95%] horas.
.
. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p.
tPNa 7.2 (6.1–8.7) 7.7 (6.7–9.1) −0,49 [−0,78 a −0,20] Referencia 0.001 −0,55 [−0,85 a −0,25] Referencia & lt0.001
tPNf 23.2 (21.4–25.3) 23.5 (21.6–25.3) −0,06 [−0,56 a 0,43] Referencia 0.799 −0,01 [−0,52 a 0,51] Referencia 0.978
tPNf - tPNa 15.7 (12.3–17.7) 15.5 (13.6–17.4) 0,43 [−0,05 a 0,92] Referencia 0.079 0,55 [0,05 a 1,04] Referencia 0.032
t2 25.8 (22.3–28.1) 26.0 (24.2–27.9) 0,12 [−0,43 a 0,67] Referencia 0.663 0,16 [−0,41 a 0,72] Referencia 0.584
t3 36.1 (32.6–39.2) 36.8 (33.4–39.5) −0,48 [−1,20 a 0,25] Referencia 0.196 −0,24 [−0,99 a 0,51] Referencia 0.528
t4 37.4 (34.5–40.5) 38.2 (35.2–41.0) −0,44 [−1,17 a 0,30] Referencia 0.240 −0,22 [−0,97 a 0,54] Referencia 0.577
t5 48.8 (43.4–53.4) 49.8 (44.7–54.1) −1,11 [−2,16 a −0,05] Referencia 0.040 −0,88 [−1,97 a 0,20] Referencia 0.111
t6 51.4 (47.2–55.1) 51.7 (48.0–55.8) −1.04 [−2.06 a −0.03] Referencia 0.044 −0,81 [−1,86 a 0,25] Referencia 0.133
t7 53.1 (49.3–58.3) 53.5 (49.8–57.9) −0,46 [−1,55 a 0,62] Referencia 0.402 −0,37 [−1,50 a 0,76] Referencia 0.520
t8 55.2 (51.2–61.5) 55.9 (51.6–61.5) −0,29 [−1,49 a 0,92] Referencia 0.640 −0,30 [−1,55 a 0,96] Referencia 0.643
Parámetros morfocinéticos. Horas de mediana (IQR). Modelo 1
Beta [IC del 95%] horas.
. Modelo 2
Beta [IC del 95%] horas.
.
. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p.
tPNa 7.2 (6.1–8.7) 7.7 (6.7–9.1) −0,49 [−0,78 a −0,20] Referencia 0.001 −0,55 [−0,85 a −0,25] Referencia & lt0.001
tPNf 23.2 (21.4–25.3) 23.5 (21.6–25.3) −0,06 [−0,56 a 0,43] Referencia 0.799 −0,01 [−0,52 a 0,51] Referencia 0.978
tPNf - tPNa 15.7 (12.3–17.7) 15.5 (13.6–17.4) 0,43 [−0,05 a 0,92] Referencia 0.079 0,55 [0,05 a 1,04] Referencia 0.032
t2 25.8 (22.3–28.1) 26.0 (24.2–27.9) 0,12 [−0,43 a 0,67] Referencia 0.663 0,16 [−0,41 a 0,72] Referencia 0.584
t3 36.1 (32.6–39.2) 36.8 (33.4–39.5) −0,48 [−1,20 a 0,25] Referencia 0.196 −0,24 [−0,99 a 0,51] Referencia 0.528
t4 37.4 (34.5–40.5) 38.2 (35.2–41.0) −0,44 [−1,17 a 0,30] Referencia 0.240 −0,22 [−0,97 a 0,54] Referencia 0.577
t5 48.8 (43.4–53.4) 49.8 (44.7–54.1) −1,11 [−2,16 a −0,05] Referencia 0.040 −0,88 [−1,97 a 0,20] Referencia 0.111
t6 51.4 (47.2–55.1) 51.7 (48.0–55.8) −1.04 [−2.06 a −0.03] Referencia 0.044 −0,81 [−1,86 a 0,25] Referencia 0.133
t7 53.1 (49.3–58.3) 53.5 (49.8–57.9) −0,46 [−1,55 a 0,62] Referencia 0.402 −0,37 [−1,50 a 0,76] Referencia 0.520
t8 55.2 (51.2–61.5) 55.9 (51.6–61.5) −0,29 [−1,49 a 0,92] Referencia 0.640 −0,30 [−1,55 a 0,96] Referencia 0.643

Las medianas se expresan en horas (rango intercuartílico). Los beta se informan como estimaciones en horas para que los embriones TESE-ICSI alcancen un cierto punto o intervalo de tiempo utilizando embriones ICSI que se originan a partir de espermatozoides eyaculados como referencia. Modelo 1: teniendo en cuenta la agrupación de embriones de cada pareja modelo 2: teniendo en cuenta la agrupación de embriones de cada pareja y ajustando el enfoque de estimulación ovárica. Se consideró significativo un valor de p & lt 0,05. IQR, rango intercuartílico tPNa, tiempo entre la inyección de espermatozoides en el ovocito y la aparición de los dos pronúcleos (PN) tPNf, desvanecimiento del PN tPNf-tPNa, tiempo entre tPNa y tPNf t2, tiempo de escisión del embrión a 2 -etapa t3 de células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t4 de 3 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t5 de 4 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t6 de 5 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t7 de 6 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t8 de 7 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa de 8 células.

Resultados del análisis del modelo lineal mixto que compara los parámetros morfocinéticos de todos los embriones transferidos y criopreservados resultantes de la inyección intracitoplasmática de espermatozoides con esperma testicular (TESE-ICSI), utilizando embriones resultantes de ICSI con esperma eyaculado como referencia

Parámetros morfocinéticos. Horas de mediana (IQR). Modelo 1
Beta [IC del 95%] horas.
. Modelo 2
Beta [IC del 95%] horas.
.
. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p.
tPNa 7.2 (6.1–8.7) 7.7 (6.7–9.1) −0,49 [−0,78 a −0,20] Referencia 0.001 −0,55 [−0,85 a −0,25] Referencia & lt0.001
tPNf 23.2 (21.4–25.3) 23.5 (21.6–25.3) −0,06 [−0,56 a 0,43] Referencia 0.799 −0,01 [−0,52 a 0,51] Referencia 0.978
tPNf - tPNa 15.7 (12.3–17.7) 15.5 (13.6–17.4) 0,43 [−0,05 a 0,92] Referencia 0.079 0,55 [0,05 a 1,04] Referencia 0.032
t2 25.8 (22.3–28.1) 26.0 (24.2–27.9) 0,12 [−0,43 a 0,67] Referencia 0.663 0,16 [−0,41 a 0,72] Referencia 0.584
t3 36.1 (32.6–39.2) 36.8 (33.4–39.5) −0,48 [−1,20 a 0,25] Referencia 0.196 −0,24 [−0,99 a 0,51] Referencia 0.528
t4 37.4 (34.5–40.5) 38.2 (35.2–41.0) −0,44 [−1,17 a 0,30] Referencia 0.240 −0,22 [−0,97 a 0,54] Referencia 0.577
t5 48.8 (43.4–53.4) 49.8 (44.7–54.1) −1,11 [−2,16 a −0,05] Referencia 0.040 −0,88 [−1,97 a 0,20] Referencia 0.111
t6 51.4 (47.2–55.1) 51.7 (48.0–55.8) −1.04 [−2.06 a −0.03] Referencia 0.044 −0,81 [−1,86 a 0,25] Referencia 0.133
t7 53.1 (49.3–58.3) 53.5 (49.8–57.9) −0,46 [−1,55 a 0,62] Referencia 0.402 −0,37 [−1,50 a 0,76] Referencia 0.520
t8 55.2 (51.2–61.5) 55.9 (51.6–61.5) −0,29 [−1,49 a 0,92] Referencia 0.640 −0,30 [−1,55 a 0,96] Referencia 0.643
Parámetros morfocinéticos. Horas de mediana (IQR). Modelo 1
Beta [IC del 95%] horas.
. Modelo 2
Beta [IC del 95%] horas.
.
. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p. TESE-ICSI. ICSI (esperma eyaculado). valor p.
tPNa 7.2 (6.1–8.7) 7.7 (6.7–9.1) −0,49 [−0,78 a −0,20] Referencia 0.001 −0,55 [−0,85 a −0,25] Referencia & lt0.001
tPNf 23.2 (21.4–25.3) 23.5 (21.6–25.3) −0,06 [−0,56 a 0,43] Referencia 0.799 −0,01 [−0,52 a 0,51] Referencia 0.978
tPNf - tPNa 15.7 (12.3–17.7) 15.5 (13.6–17.4) 0,43 [−0,05 a 0,92] Referencia 0.079 0,55 [0,05 a 1,04] Referencia 0.032
t2 25.8 (22.3–28.1) 26.0 (24.2–27.9) 0,12 [−0,43 a 0,67] Referencia 0.663 0,16 [−0,41 a 0,72] Referencia 0.584
t3 36.1 (32.6–39.2) 36.8 (33.4–39.5) −0,48 [−1,20 a 0,25] Referencia 0.196 −0,24 [−0,99 a 0,51] Referencia 0.528
t4 37.4 (34.5–40.5) 38.2 (35.2–41.0) −0,44 [−1,17 a 0,30] Referencia 0.240 −0,22 [−0,97 a 0,54] Referencia 0.577
t5 48.8 (43.4–53.4) 49.8 (44.7–54.1) −1,11 [−2,16 a −0,05] Referencia 0.040 −0,88 [−1,97 a 0,20] Referencia 0.111
t6 51.4 (47.2–55.1) 51.7 (48.0–55.8) −1.04 [−2.06 a −0.03] Referencia 0.044 −0,81 [−1,86 a 0,25] Referencia 0.133
t7 53.1 (49.3–58.3) 53.5 (49.8–57.9) −0,46 [−1,55 a 0,62] Referencia 0.402 −0,37 [−1,50 a 0,76] Referencia 0.520
t8 55.2 (51.2–61.5) 55.9 (51.6–61.5) −0,29 [−1,49 a 0,92] Referencia 0.640 −0,30 [−1,55 a 0,96] Referencia 0.643

Las medianas se expresan en horas (rango intercuartílico). Los beta se informan como estimaciones en horas para que los embriones TESE-ICSI alcancen un cierto punto o intervalo de tiempo utilizando embriones ICSI que se originan a partir de espermatozoides eyaculados como referencia. Modelo 1: teniendo en cuenta la agrupación de embriones de cada pareja modelo 2: teniendo en cuenta la agrupación de embriones de cada pareja y ajustando el enfoque de estimulación ovárica. Se consideró significativo un valor de p & lt 0,05. IQR, rango intercuartílico tPNa, tiempo entre la inyección de espermatozoides en el ovocito y la aparición de los dos pronúcleos (PN) tPNf, desvanecimiento del PN tPNf-tPNa, tiempo entre tPNa y tPNf t2, tiempo de escisión del embrión a la 2 -etapa t3 de células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t4 de 3 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t5 de 4 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t6 de 5 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t7 de 6 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa t8 de 7 células, tiempo de escisión del embrión a la etapa de 8 células.

Después de este retraso inicial, los embriones TESE-ICSI alcanzaron el estadio de 5 y 6 células 1,11 y 1,04 h antes (IC del 95%: −2,16 a −0,05 e IC del 95%: −2,06 a −0,03) que los embriones ICSI procedentes de eyaculados esperma, pero este efecto desapareció después de ajustar el régimen de estimulación ovárica (Tabla 2, modelos 1 y 2). Inicialmente observamos una diferencia significativa en el tiempo necesario para el intervalo t3 – t2 entre los embriones TESE-ICSI e ICSI que se originan a partir de espermatozoides eyaculados. Sin embargo, un análisis en profundidad mostró que significativamente más embriones TESE-ICSI mostraron DUC que embriones ICSI originados a partir de espermatozoides eyaculados (20.5% vs 13.6% respectivamente valor p & lt 0.001), procediendo de la etapa de 2 a 3 células en 5 ho menos (Tabla 3 y Video complementario S3). Después de la exclusión de todos los embriones DUC de ambos grupos, no observamos una diferencia en el tiempo del intervalo t3 – t2 en nuestro análisis de modelo lineal mixto (datos no mostrados). No se encontraron diferencias significativas en la aparición de DUC en el grupo TESE-ICSI entre el diagnóstico de NOA y OA (datos no mostrados). En nuestra cohorte, la selección de embriones para la transferencia no se basó en información de lapso de tiempo, por lo que, sin saberlo, se seleccionaron 45 embriones DUC para SET en función de su morfología el día de la transferencia. La transferencia de embriones DUC dio como resultado una tasa de nacidos vivos más baja que los embriones escindidos normales (8,9% para embriones DUC frente al 30,5% para embriones escindidos normales valor p 0,001 Tabla 3) independientemente del origen del esperma.

Incidencia de embriones que muestran escisión desigual directa (DUC) o patrones de escisión normales después de TESE-ICSI e ICSI con esperma eyaculado. Se presentan los resultados del embarazo después de la transferencia de un único embrión fresco de todos los embriones DUC y embriones escindidos normales del estudio.

. Embriones DUC. Embriones en hendidura normales. valor p.
Método de fertilización
TESE-ICSI 131 (20.5) 508 (79.5) & lt0.001
ICSI (con esperma eyaculado) 118 (13.6) 748 (86.4)
Latido fetal a las 12 semanas de gestación
1 7 (15.6) 129 (39.7) 0.002
2 0 (0) 1 (0.3)
0 38 (84.4) 195 (60.0)
Tasa de nacidos vivos
único 4 (8.9) 99 (30.5) 0.001
Todavía embarazada durante el análisis 0 (0) 23 (7.1)
. Embriones DUC. Embriones hendidos normales. valor p.
Método de fertilización
TESE-ICSI 131 (20.5) 508 (79.5) & lt0.001
ICSI (con esperma eyaculado) 118 (13.6) 748 (86.4)
Latido fetal a las 12 semanas de gestación
1 7 (15.6) 129 (39.7) 0.002
2 0 (0) 1 (0.3)
0 38 (84.4) 195 (60.0)
Tasa de nacidos vivos
único 4 (8.9) 99 (30.5) 0.001
Todavía embarazada durante el análisis 0 (0) 23 (7.1)

Los datos se presentan como número (%). Se consideró significativo un valor de p & lt 0,05. DUC, escisión desigual directa (embriones que necesitaron 5 ho menos durante el intervalo entre la etapa de 2 y 3 células) TESE-ICSI, extracción de esperma testicular con inyección intracitoplasmática de esperma ICSI, inyección intracitoplasmática de esperma.

Incidencia de embriones que muestran escisión desigual directa (DUC) o patrones de escisión normales después de TESE-ICSI e ICSI con esperma eyaculado. Se presentan los resultados del embarazo después de la transferencia de un único embrión fresco de todos los embriones DUC y embriones escindidos normales del estudio.

. Embriones DUC. Embriones en hendidura normales. valor p.
Método de fertilización
TESE-ICSI 131 (20.5) 508 (79.5) & lt0.001
ICSI (con esperma eyaculado) 118 (13.6) 748 (86.4)
Latido fetal a las 12 semanas de gestación
1 7 (15.6) 129 (39.7) 0.002
2 0 (0) 1 (0.3)
0 38 (84.4) 195 (60.0)
Tasa de nacidos vivos
único 4 (8.9) 99 (30.5) 0.001
Todavía embarazada durante el análisis 0 (0) 23 (7.1)
. Embriones DUC. Embriones hendidos normales. valor p.
Método de fertilización
TESE-ICSI 131 (20.5) 508 (79.5) & lt0.001
ICSI (con esperma eyaculado) 118 (13.6) 748 (86.4)
Latido fetal a las 12 semanas de gestación
1 7 (15.6) 129 (39.7) 0.002
2 0 (0) 1 (0.3)
0 38 (84.4) 195 (60.0)
Tasa de nacidos vivos
único 4 (8.9) 99 (30.5) 0.001
Todavía embarazada durante el análisis 0 (0) 23 (7.1)

Los datos se presentan como número (%). Se consideró significativo un valor de p & lt 0,05. DUC, direct unequal cleavage (embryos that needed 5 h or less during the interval between the 2- and the 3-cell stage) TESE-ICSI, testicular sperm extraction with intracytoplasmic sperm injection ICSI, intracytoplasmic sperm injection.

When we compared TESE-ICSI embryos originating from men with a diagnosis of NOA (434 embryos) or OA (190 embryos), we observed no differences in morphokinetics, except for an even faster pronuclear appearance for embryos originating from men with diagnosis NOA (beta −0.51 h 95% CI: −1.00 to −0.02) ( Supplementary Table S3 , model 2). The comparison of TESE-ICSI embryos derived from motile or immotile viable spermatozoa showed no significant differences in time-lapse morphokinetics (data not shown). When we stratified within the group of ICSI with ejaculated sperm for cycles with or without severe oligoasthenozoospermia, we found no significant differences in time-lapse morphokinetics ( Supplementary Table S4 ).


Contenido

While the non-mammalian animal egg was obvious, the doctrine ex ovo omne vivum ("every living [animal comes from] an egg"), associated with William Harvey (1578–1657), was a rejection of spontaneous generation and preformationism as well as a bold assumption that mammals also reproduced via eggs. Karl Ernst von Baer discovered the mammalian ovum in 1827. [2] [3] The fusion of spermatozoa with ova (of a starfish) was observed by Oskar Hertwig in 1876. [4] [5]

In animals, egg cells are also known as ova (singular óvulo, from the Latin word óvulo meaning 'egg'). El término óvulo in animals is used for the young ovum of an animal. In vertebrates, ova are produced by female gonads (sex glands) called ovaries. A number of ova are present at birth in mammals and mature via oogenesis. White et al. disproved the longstanding dogma that all of the ova are produced before birth. The team from the Vincent Center for Reproductive Biology, Massachusetts, Boston showed that oocyte formation takes place in ovaries of reproductive-age women. [6] [7] [ aclaración necesaria ] This report challenged a fundamental belief, held since the 1950s, that female mammals are born with a finite supply of eggs that is depleted throughout life and exhausted at menopause. [8]

Mammals including humans Edit

In all mammals the ovum is fertilized inside the female body.

The human ova grow from primitive germ cells that are embedded in the substance of the ovaries. Each of them divides repeatedly to give secretions of the uterine glands, ultimately forming a blastocyst. [9]

The ovum is one of the largest cells in the human body, typically visible to the naked eye without the aid of a microscope or other magnification device. [10] The human ovum measures approximately 120 μm (0.0047 in) in diameter. [11]

Ooplasm Edit

Ooplasm (also: oöplasm) is the yolk of the ovum, a cell substance at its center, which contains its nucleus, named the germinal vesicle, and the nucleolus, called the germinal spot. [12]

The ooplasm consists of the cytoplasm of the ordinary animal cell with its spongioplasm and hyaloplasm, often called the formative yolk y el nutritive yolk o deutoplasm, made of rounded granules of fatty and albuminoid substances imbedded in the cytoplasm. [12]

Mammalian ova contain only a tiny amount of the nutritive yolk, for nourishing the embryo in the early stages of its development only. In contrast, bird eggs contain enough to supply the chick with nutriment throughout the whole period of incubation. [12]

Ova development in oviparous animals Edit

In the oviparous animals (all birds, most fish, amphibians and reptiles) the ova develop protective layers and pass through the oviduct to the outside of the body. They are fertilized by male sperm either inside the female body (as in birds), or outside (as in many fish). After fertilization, an embryo develops, nourished by nutrients contained in the egg. It then hatches from the egg, outside the mother's body. See egg for a discussion of eggs of oviparous animals.

The egg cell's cytoplasm and mitochondria are the sole means the egg can reproduce by mitosis and eventually form a blastocyst after fertilization.

Ovoviviparity Edit

There is an intermediate form, the ovoviviparous animals: the embryo develops within and is nourished by an egg as in the oviparous case, but then it hatches inside the mother's body shortly before birth, or just after the egg leaves the mother's body. Some fish, reptiles and many invertebrates use this technique.

Nearly all land plants have alternating diploid and haploid generations. Gametes are produced by the gametophyte, which is the haploid generation. The female gametophyte produces structures called archegonia, and the egg cells form within them via mitosis. The typical bryophyte archegonium consists of a long neck with a wider base containing the egg cell. Upon maturation, the neck opens to allow sperm cells to swim into the archegonium and fertilize the egg. The resulting zygote then gives rise to an embryo, which will grow into a new diploid individual (sporophyte). In seed plants, a structure called the óvulo contains the female gametophyte. The gametophyte produces an egg cell. After fertilization, the ovule develops into a seed containing the embryo. [13]

In flowering plants, the female gametophyte (sometimes referred to as the embryo sac) has been reduced to just eight cells inside the ovule. The gametophyte cell closest to the micropyle opening of the ovule develops into the egg cell. Upon pollination, a pollen tube delivers sperm into the gametophyte and one sperm nucleus fuses with the egg nucleus. The resulting zygote develops into an embryo inside the ovule. The ovule, in turn, develops into a seed and in many cases, the plant ovary develops into a fruit to facilitate the dispersal of the seeds. Upon germination, the embryo grows into a seedling. [13]

In the moss Physcomitrella patens, the Polycomb protein FIE is expressed in the unfertilised egg cell (Figure, right) as the blue colour after GUS staining reveals. Soon after fertilisation the FIE gene is inactivated (the blue colour is no longer visible, left) in the young embryo. [14]

In algae, the egg cell is often called oosphere. [ cita necesaria ] Drosophila oocytes develop in individual egg chambers that are supported by nurse cells and surrounded by somatic follicle cells. The nurse cells are large polyploid cells that synthesize and transfer RNA, proteins, and organelles to the oocytes. This transfer is followed by the programmed cell death (apoptosis) of the nurse cells. During oogenesis, 15 nurse cells die for every oocyte that is produced. [15] In addition to this developmentally regulated cell death, egg cells may also undergo apoptosis in response to starvation and other insults. [15]


Anatomía reproductiva femenina

Varias estructuras reproductivas son exteriores al cuerpo de la mujer. Estos incluyen los senos y la vulva, que consta de mons pubis, clítoris, labios mayores, labios menores y glándulas vestibulares, todos ilustrados en figura 3. La ubicación y las funciones de los órganos reproductores femeninos se resumen en Tabla 2. El monte del pubis es un área redonda y grasa que recubre el hueso púbico. los clítoris es una estructura con tejido eréctil que contiene una gran cantidad de nervios sensoriales y sirve como fuente de estimulación durante el coito. los Labios mayores son un par de pliegues alargados de tejido que se extienden por detrás del mons pubis y encierran los otros componentes de la vulva. Los labios mayores se derivan del mismo tejido que produce el escroto en un hombre. los labios menores son pliegues delgados de tejido ubicados en el centro de los labios mayores. Estos labios protegen las aberturas de la vagina y la uretra. El monte pubis y la porción anterior de los labios mayores se cubren de pelo durante la adolescencia, los labios menores son lampiños. Las glándulas vestibulares mayores se encuentran a los lados de la abertura vaginal y proporcionan lubricación durante el coito. La vulva es el nombre de todo el conjunto de genitales externos en el área inguinal (ingle) de las mujeres en el lenguaje común, esto a veces se denomina vagina, pero eso no es anatómicamente exacto, la vagina es una estructura completamente interna.

Figura 3. Se muestran las estructuras reproductivas de la hembra humana. (crédito a: modification of work by Gray’s Anatomy credit B: modificación del trabajo por CDC)

Tabla 2. Anatomía reproductiva femenina
Organo Localización Función
Clítoris Externo Órgano sensorial
monte de Venus Externo Área grasa que recubre el hueso púbico
Labios mayores Externo Cubre labios menores
Labios menores Externo Cubre vestíbulo
Glándulas vestibulares mayores Externo Secretar moco lubricar la vagina
Seno Externo Producir y entregar leche
Ovarios Interno Llevar y desarrollar huevos.
Oviductos (trompas de Falopio) Interno Transportar el óvulo al útero
Útero Interno Apoyar el desarrollo del embrión
Vagina Interno Tubo común para el coito, canal de parto, flujo menstrual

Los senos están formados por glándulas mamarias y grasa. El tamaño de la mama está determinado por la cantidad de grasa depositada detrás de la glándula. Cada glándula consta de 15 a 25 lóbulos que tienen conductos que se vacían en el pezón y que suministran al niño lactante leche rica en nutrientes y anticuerpos para ayudar al desarrollo y proteger al niño.

Las estructuras reproductivas femeninas internas incluyen ovarios, oviductos, útero, y la vagina, que se muestra en figura 3. Los dos ovarios (las gónadas femeninas) se mantienen en su lugar en la cavidad abdominal mediante un sistema de ligamentos. Los ovarios constan de una médula y una corteza: la médula contiene nervios y vasos sanguíneos para suministrar nutrientes a la corteza y eliminar los desechos. Las capas externas de células de la corteza son las partes funcionales de los ovarios. La corteza está formada por células foliculares que rodean los óvulos que se desarrollan durante el desarrollo fetal. en el útero. Durante el período menstrual, un lote de células foliculares se desarrolla y prepara los óvulos para su liberación. En la ovulación, un folículo se rompe y se libera un óvulo, como se ilustra en Figura 4a.

Figura 4. Los ovocitos se desarrollan en (a) folículos, ubicados en el ovario. Al comienzo del ciclo menstrual, el folículo madura. En la ovulación, el folículo se rompe y libera el óvulo. El folículo se convierte en un cuerpo lúteo, que eventualmente se degenera. los (B) El folículo en esta micrografía de luz tiene un ovocito en su centro. (crédito a: modificación del trabajo de los datos de la barra de escala del NIH de Matt Russell)

los oviductos, o trompas de Falopio, se extienden desde el útero en la cavidad abdominal inferior hasta los ovarios, pero no están en contacto con los ovarios. Los extremos laterales de los oviductos se ensanchan en una estructura similar a una trompeta y tienen una franja de proyecciones en forma de dedos llamadas fimbrias, ilustradas en Figura 4b. Cuando se libera un óvulo durante la ovulación, las fimbras ayudan al óvulo inmóvil a entrar en la trompa y pasar al útero. Las paredes de los oviductos son ciliadas y están formadas principalmente por músculo liso. Los cilios laten hacia el centro y el músculo liso se contrae en la misma dirección, moviendo el óvulo hacia el útero. La fertilización generalmente tiene lugar dentro de los oviductos y el embrión en desarrollo se mueve hacia el útero para su desarrollo. Por lo general, el óvulo o el embrión tarda una semana en viajar a través del oviducto. La esterilización en las hembras se llama ligadura de trompas y es análoga a la vasectomía en los machos en que los oviductos se cortan y sellan.

El útero es una estructura del tamaño del puño de una mujer. Este está revestido con un endometrio rico en vasos sanguíneos y glándulas mucosas. El útero sostiene al embrión y al feto en desarrollo durante la gestación. La porción más gruesa de la pared del útero está formada por músculo liso. Las contracciones del músculo liso del útero ayudan a que el bebé pase por la vagina durante el trabajo de parto. Una parte del revestimiento del útero se desprende durante cada período menstrual y luego se acumula nuevamente en preparación para una implantación. Parte del útero, llamado cuello uterino, sobresale hacia la parte superior de la vagina. Una pequeña abertura llamada orificio cervical permite que el líquido menstrual salga del cuello uterino hacia la vagina y los espermatozoides hacia el útero. Durante el parto, el orificio cervical se agranda mucho.

los vagina es un tubo muscular que sirve para varios propósitos. Permite que el flujo menstrual salga del cuerpo. Es el receptáculo del pene durante el coito y el recipiente para el parto de la descendencia. Son células revestidas que producen secreciones ácidas que limitan el crecimiento de microbios que potencialmente podrían viajar al útero.


Fertilization of the human egg- where does our centrosome come from? - biología

Human Egg Freezing – The Time Has Arrived

In September 2012 the American Society of Reproductive Medicine declared that the freezing of human eggs is “no longer experimental”.

The significance of this declaration is that science and medicine finally figured out how to freeze or “cryopreserve” mature human eggs that are ready for fertilization.

These very delicate cells whose chromosomes are stretched out on what is called the spindle (think high school biology), defied reliable freezing until newer technologies developed. Simply said, as the eggs freeze, the ice crystals form inside the cells and tear the delicate inner structures apart, injuring the cells.

The new method called “vitrification” is basically a flash freeze technique that avoids the formation of ice crystals. And so, now that freezing eggs is reliable, it can be offered to patients, and this has spawned a proliferation of programs offering this service.

SO WHAT’S SO IMPORTANT ABOUT RELIABLY FROZEN EGGS? WHO DOES IT HELP?

There are several groups of people who will be candidates and could benefit from egg freezing.

First, are those women whose egg supplies are depleted and require eggs from a donor. Until now, a donor had to be found and then removal of the eggs had to be timed with the mother to be. This led to many logistical difficulties including travel and matching the hormonal cycles of the donor and recipients.

Now, faster than you can imagine “Egg Banks” are springing up where eggs have been previously collected and frozen. Patients can choose from a menu or catalog just like they can from the donors at a sperm bank. The frozen eggs can be shipped to your local fertility center, while some more proprietary egg banks demand that you travel to them. This eliminates so much of the headaches of working with an active donor and possibly reduces the cost of providing frozen eggs to the women who need them.

The second group to benefit, and who is actually being targeted by advertising campaigns, are women over 30 years old who do not have any immediate plans to start a family. Ten percent of women at age 30 and 25% of women at age 35 meet the criteria of “low egg reserve”. If they are not on the short term path to start a family, they can freeze eggs so as to be able to preserve or delay childbearing until they are ready.

Perhaps they are busy building a career or still in school or maybe “Mr. Right” has so far eluded them. If they have not given up hope of finding that person, they can preserve unfertilized eggs and store them until they are ready to make a baby.

The third group is young women, such as recent college graduates. In fact, it is their parents and grandparents who are being approached and marketed to provide these women in their early twenties with an ”insurance policy”. Rather than give the recent graduate a gift or cash, “give them a gift of life” by paying to have them cryopreserve their eggs in the hope that they will never need to use them.

There are other women who will benefit from this, such as women who are at high risk for ovarian or breast cancer and need their ovaries removed at a young age. Perhaps suddenly a woman may discover that she needs to undergo toxic anticancer treatments for let’s say leukemia that could injure her egg supply. And there are others.

STOP THE BIOLOGICAL CLOCK.

As a result, there has been a boom in the fertility world of programs offering to store your eggs as an insurance policy against delayed childbearing. This advance also is changing how women who need donated eggs acquire them. Today picking an egg donor is as easy as choosing a sperm donor.

¿Qué cambió? The issue is the fact that mature eggs are locked into a very fragile state:

The chromosomes are strung out in this very delicate structure, waiting for the sperm to enter the cell. As the water in the cell freezes, ice crystals form, expand and injure the egg. The process of “vitrification”, a rapid freeze technique prevents ice crystals from forming and now allows for a successful freeze/thaw cycle. At Fertility Partnership we can successfully freeze and thaw close to 90% of mature eggs, and in typical FP fashion, we offer this service at a more affordable cost.

So if you are in no rush to start your family but want to preserve your fertility, think about freezing eggs. The process will take about a week of your time (if you are from out of town) and the eggs can remain frozen indefinitely. It is a safe and proven technique and when you want to use them, Fertility Partnership will be happy to ship them wherever you may be if you so choose.

At my clinic, Fertility Partnership in St. Peters, Missouri, we offer a round of egg collection, freezing and a year of storage for five thousand dollars. Two rounds will cost eight thousand dollars. These costs do not include medications, which are, unfortunately, generally not covered by insurance companies. The technology is simple, reliable, and with our society changing the life-path of so many women this technology is already being quickly accessed by many women who wish to control their fertility destiny.

For more information contact us and we will be happy to help you.

Come to Missouri and receive the highest quality of care at half the cost of the East or West Coast!


Implantación

Once the embryo reaches the blastocyst stage, approximately five to six days after fertilization, it hatches out of its zona pellucida and begins the process of implantation in the uterus.

In nature, 50 percent of all fertilized eggs are lost before a woman's missed menses. In the in vitro fertilization (IVF) process as well, an embryo may begin to develop but not make it to the blastocyst stage &mdash the first stage at which those cells destined to become the fetus separate from those that will become the placenta. The blastocyst may implant but not grow, or the blastocyst may grow but stop developing before the two week time at which a pregnancy can be detected. The receptivity of the uterus and the health of the embryo are important for the implantation process.

UCSF Health medical specialists have reviewed this information. It is for educational purposes only and is not intended to replace the advice of your doctor or other health care provider. We encourage you to discuss any questions or concerns you may have with your provider.


Ver el vídeo: Από τη σύλληψη στη γέννηση ελληνικοί υπότιτλοι (Mayo 2022).